CRISPR/Cas9系统介导的miR-155基因敲除细胞的制备

为研究miR-155基因在猪肺泡巨噬细胞系(3D4/21)中的功能,采用CRISPR/Cas9系统构建miR-155敲除的猪肺泡巨噬细胞系。首先,采用sgRNA-cas9程序,设计4个靶向miR-155的特异性sgRNA引物序列。然后构建sgRNA表达载体,与pEGFP-C1-cas9载体共转染3D4/21细胞,进行流式分选并富集表达绿色荧光蛋白GFP的细胞。最后,采用T7E I酶酶切、Sanger测序、实时荧光定量PCR(qPCR)、western blot等方法检测敲除效率,发现miR-155基因可以被以上4个sgRNA编辑,其中sgRNA39的敲除效率最高,T7E I酶酶切检测流式分选后的敲除效率有42%;Sanger测序显示sgRNA39细胞系敲除31个碱基;RT-qPCR结果显示miR-155-5p/3p表达量均有下降;western blot结果表明miR-155靶基因SHIP1的蛋白表达量升高。成功构建miR-155敲除的3D4/21细胞为进一步探讨miR-155在巨噬细胞发挥的调控功能研究提供细胞模型。     

Fonsecaea monophora聚酮合酶基因的CRISPR-Cas9敲除载体的构建

目的改造pFC332质粒,简化实验流程,构建Fonsecaea monophora PKS1基因的CRISPR-Cas9敲除载体。方法设计引物PCR扩增pFC334质粒上的gRNA骨架,获得已经插入AarⅠ酶切位点的gRNA骨架片段后,使用PstI和MerI酶线性化pFC334载体,构建pFC334-AarⅠ载体,使用MreⅠ和BglⅡ酶对其和pFC332质粒进行双酶切,连接后获得pFC332-gRNA-AarⅠ载体,设计gRNA,最后将各片段插入到载体中。结果测序得到16533bp大小的改造后的pFC332-gRNA-AarⅠ质粒,构建了PKS1基因的CRISPR-Cas9敲除载体,通过PCR,酶切以及测序的方法确定敲除载体构建成功。结论成功构建Fonsecaea monophora聚酮合酶基因的CRISPR-Cas9敲除载体,为研究PKS1基因及DHN-黑素在Fonsecaea monophora的生物学功能奠定了良好的基础。     

UCHL1基因缺失突变A549肿瘤细胞单克隆株的建立与特性分析

本研究旨在探索泛素羧基末端水解酶L1(ubiquitin C-terminal hydrolase-L1,UCHL1)对非小细胞肺癌细胞系A549细胞的作用。用CRISPR-CAS9基因编辑技术构建UCHL1基因敲除的A549细胞株,用RT-PCR和Western blot检测A549细胞中UCHL1基因敲除情况,用CCK-8检测细胞增殖能力的变化,用流式细胞仪检测细胞周期的变化,用CCK-8检测A549细胞对顺铂药物敏感性的改变,用划痕与Transwell实验检测A549细胞迁移能力的变化,用Western blot检测与A549细胞迁移有关的蛋白表达变化。结果显示,使用CRISPR-CAS9技术构建的基因移码突变导致A549细胞株UCHL1 mRNA和蛋白缺失,UCHL1基因功能缺失后A549细胞增殖和各细胞周期比例没有明显变化,但对顺铂的药物敏感性降低,迁移能力下降,Erk1/2蛋白磷酸化水平升高。以上结果提示,UCHL1基因功能缺失可导致A549细胞顺铂耐药性提高,细胞迁移能力降低,其机制可能涉及Erk1/2信号通路的激活。     

小麦TILLING分析中CELⅠ酶切及PCR反应体系的优化

在小麦中建立稳定的基于CELⅠ酶切的目的基因突变位点检测技术,有助于高通量鉴定目的基因片段的点突变及提高突变检测效率。本研究以冬小麦品种新麦18空间诱变SP2群体为材料,以小麦糯质基因Waxy为目标片段,通过优化基因组DNA提取方法、调整PCR反应体系中dNTP、Mg2+及引物浓度、改变目标片段CELⅠ酶切缓冲液成分,以及调整纯化过程中的空气相对湿度等方式,优化了小麦TILLING技术体系。在利用PVP-40法提取DNA过程中,研磨器振动频率提高到30/s,KAc溶液的反应时间延伸为20min时,基因组DNA质量和纯度最佳;在设定的浓度范围内dNTP和Mg2+浓度对产物影响差异不明显,均能高效扩增出目的条带。引物浓度对产物影响差异显著,最佳引物浓度为0.4μmol/L。20μl酶切体系中,最佳CEL I酶浓度为0.1U且利用超纯水代替CELⅠ缓冲液。最终在小麦中建立起了基于CELⅠ酶切的高通量TILLING筛选技术体系。     

利用CRISPR/Cas9技术构建CREB基因敲除细胞系并探讨CREB对APP基因表达的调控作用

环磷腺苷效应元件结合蛋白(c AMP responsive element-binding protein,CREB)是重要的核转录因子,有研究表明,在阿尔茨海默病患者中,CREB的表达降低,但CREB对于淀粉样前体蛋白(amyloid precursor protein,APP)的作用机制尚不清楚。该研究通过设计sg RNA序列并合成相应的寡核苷酸,将其克隆到p X459质粒中,构建CREB基因敲除的CRISPR/Cas9二合一表达载体。将构建成功的载体转染到HT22细胞中,通过TA克隆测序和T7E1酶切分析来验证sg RNA的活性。将构建的载体转染到HT22细胞中,用嘌呤霉素进行药物筛选,构建稳定的CREB基因敲除的细胞系。CREB对APP基因表达的调控作用通过检测其在正常HT22细胞和CREB基因敲除的HT22细胞系中的表达情况来进行确认。结果显示,成功构建了CRISPR/Cas9技术对CREB基因进行敲除的二合一表达载体,所设计的sg RNA的插入序列和开放阅读框架完全正确,经过酶切分析和序列测定,所构建的载体与实验设计相一致。CREB基因敲除的HT22细胞系其敲除效率达到90%以上。通过Western blot分析检测CREB对APP表达的影响,结果发现,当CREB基因敲除后,APP表达增加,而过表达CREB时,则APP蛋白质表达水平下降。这提示,CREB对APP的表达有下调作用,具体的机制还将继续研究。     

NPAS2基因敲除的HepG2细胞系构建及其对肝癌细胞凋亡的影响

目的:利用CRISPR/Cas9基因编辑技术构建生物节律基因NPAS2敲除的HepG2肝癌细胞系,并初步探讨NPAS2基因敲除对肝癌细胞凋亡的影响。方法:利用sgRNA在线设计工具,针对NPAS2设计两条sgRNA;利用PX459质粒构建分别含有两条sgRNA的敲除载体PX459-sgRNA1;PX459-sgRNA2;利用T7核酸内切酶I检测两条sgRNA活性;将活性较高的打靶载体瞬时转染HepG2细胞,经过药物筛选,克隆化培养及基因测序后得到NPAS2敲除的HepG2肝癌细胞系;利用Western blot检测NPAS2蛋白的表达和凋亡相关蛋白Caspase3的活化;利用流式细胞仪检测敲除细胞系的凋亡水平。结果:成功构建了针对NPAS2的打靶载体;并筛选得到了活性较高的打靶载体;经过药物筛选和克隆化培养得到的NPAS2敲除肝癌细胞系未检测到NPAS2蛋白的表达;进一步发现NPAS2敲除的肝癌细胞Caspase3明显活化,凋亡水平显著升高。结论:利用CRISPR/Cas9基因编辑技术成功构建了NPAS2基因敲除的HepG2肝癌细胞系,并发现NPAS2敲除可以促进肝癌细胞凋亡,为进一步研究生物节律基因NPAS2及其它相关基因在肝癌发生发展中的作用机制提供了有力的工具。     

Cell stem cell:华人科学家发现提高CRISPR-CAS9效率的小分子化合物

<正>近日,来自Gladstone研究所的科学家们在著名国际期刊cell stem cell发表了一项最新研究成果,他们通过高通量小分子化合物筛选,鉴定出几种小分子化合物能够提高CRISPR-CAS9系统的基因组编辑效率。这项研究不仅找到了一种提高CRISPRCAS9效率的方法,同时首次证明了小分子化合物可以成功的调控基因组工程。研究人员指出,细菌的CRISPR-CAS9系统利用非同源末端连接(NHEJ)的原理进行特异性基因敲除,已经作为一种基因编辑工具得到广泛     

CRISPR/Cas9系统敲除TET2基因对HepG2细胞增殖和凋亡的影响

为了进一步探讨TET2蛋白在肝癌的发生发展过程中发挥的生物学功能,本研究使用CRISPR在线设计工具(http://crispr.mit.edu/),针对TET2的外显子设计g RNA,构建靶向TET2基因的CRISPR/Cas9基因敲除质粒,转染HepG2细胞。T7E1酶切检测TET2基因的编辑效率,Western blotting检测TET2蛋白表达水平;MTT法、Annexin V-FITC细胞凋亡检测试剂盒分别检测HepG2细胞的增殖活性及凋亡水平的改变。T7EI酶切分析显示敲除效率为31.4%;TET2基因表达量的降低抑制了HepG2细胞的增殖,促进了细胞的凋亡。CRISPR/Cas9质粒系统能够在细胞水平对TET2基因进行编辑,靶向TET2基因的CRISPR/Cas9质粒系统降低了TET2的表达、抑制HepG2细胞的增殖、促进HepG2细胞的凋亡。本研究表明CRISPR/Cas9技术为研究TET2的功能和作用机制提供了有效工具,为研究TET2蛋白在肝癌的发生发展过程中发挥的生物学功能提供实验依据。     

非限制性内切核酸酶Sma的表达纯化工艺及性能研究

目的:大量表达非限制性内切核酸酶Sma并获得高纯度目的蛋白,对其酶活进行鉴定。方法:PCR获得Sma基因片段,构建pET28a-omp A-Sma表达载体,转入E.coli BL21(DE3)中,筛选出不同培养基下,目的蛋白可溶表达量最高的条件。通过渗透休克方法提取目的蛋白,并经离子交换纯化。检测不同的温度条件下Sma的酶活,并与商品化产品进行比较。结果:经PCR和测序证明重组蛋白表达质粒构建正确。可溶蛋白产量为7mg/L,每升培养基获得7 300k U的Sma,纯化后纯度95%,活性达273U/μl(商品化产品为250U/μl)。结论:成功地表达了可溶性非限制性内切核酸酶Sma,纯度高、活性好,各项条件下活性皆不低于商品化产品。     

南药益智AFLP-PCR体系的建立与优化

[目的]建立适合南药益智的扩增片段长度多态性(AFLP)扩增体系来研究不同地理居群益智遗传多样性。[方法]利用植物基因组试剂盒法提取高质量的益智基因组DNA,采用单因素和正交试验对AFLP过程中的酶切和PCR相关影响因素进行优化,并对适合益智AFLP分析的引物组合进行筛选。[结果]实验结果表明最佳酶切反应体系:模板DNA 0.6μg,酶量20 U,酶切时间2 h;最佳AFLP-PCR选择性扩增反应体系(总体积为25μL):10×PCR Buffer(不含Mg2+)2.5μL,d NTPs 2μL,Mg2+(25mmol/L)1.5μL,引物(10 pmol/μL)各2.0μL,Taq酶(5 U/ml)0.5μL,模板稀释25倍2μL。利用建立的最佳扩增体系从64对引物中筛选获得8对选择性引物适合益智AFLP分析。[结论]建立了稳定的AFLP-PCR体系,为研究益智遗传多样性的AFLP分析奠定了基础。     

敲低Drosha基因可抑制人胃癌HGC-27细胞的迁移和侵袭

为了探讨抑制人胃癌细胞核糖核酸酶Ⅲ家族成员Drosha蛋白的表达对胃癌HGC-27细胞增殖、迁移和侵袭能力的影响及其与转染效率浓度梯度依赖的关系,本研究通过质粒构建的方法,采用Crispr-Cas9基因编辑网站设计针对敲除人Drosha基因的单guide RNA (gRNA)序列;利用转染试剂Lipo2000浓度梯度(2μL, 3μL, 5μL)依赖的方式将单g RNA质粒及阴性对照转染入胃癌HGC-27细胞中;利用实时荧光定量PCR (qPCR)检测阴性对照细胞和以Lipo2000浓度梯度依赖的g RNA细胞的Drosha基因表达情况;利用蛋白质免疫印记Western blotting检测不同浓度处理组Drosha蛋白的表达情况;采用CCK8法检测阴性对照细胞和以Lipo2000浓度梯度依赖的g RNA细胞的增殖能力;采用Wound healing实验比较阴性对照细胞和以Lipo2000浓度梯度依赖的g RNA细胞的迁移能力;利用Transwell TM实验比较阴性对照细胞和以Lipo2000浓度梯度依赖的g RNA细胞的侵袭能力。成功设计针对敲除人Drosha基因的单Guide RNA (gRNA)序列;与对照组相比,实验组成功抑制了人胃癌HGC-27细胞Drosha的基因及蛋白表达,增殖能力无明显改变(p0.05),但是抑制了人胃癌细胞HGC-27的迁移和侵袭能力(p0.05),其中当Lipo2000浓度为3μL时,转染效率最高,迁移和侵袭抑制率也最明显。表明了抑制Drosha基因在人胃癌HGC-27细胞中的表达量,可以以Drosha表达量依赖的方式抑制细胞的迁移和侵袭。本研究有助于为胃癌的早期诊断和与治疗提供新的分子靶标。     

美洲大蠊抗菌肽AMPPA13的表达及纯化

[目的]预测美洲大蠊新的抗菌肽基因,构建原核表达体系并纯化表达产物。[方法]通过生物信息学方法,预测分析出潜在的美洲大蠊抗菌肽。构建pET32a重组质粒,优化诱导表达条件,通过亲和层析,分子筛等手段获得纯化的抗菌肽,并进行Western Blot鉴定。[结果]预测出美洲大蠊新的抗菌肽基因AMPPA13,成功构建重组质粒pET32aAMPPA13。优化诱导表达条件得最佳IPTG浓度为0.1 mmol/L,最佳诱导时间为4 h,最佳诱导温度为37℃。纯化后AMPPA13浓度为268μg/m L。[结论]克隆出美洲大蠊抗菌肽基因,并成功构建原核表达体系,得到1 m L纯化的AMPPA13,经Western Blot鉴定,表达产物正确。     

利用CRISPR-Cas9基因编辑技术敲除H9c2细胞Tudor-SN 基因对细胞周期的阻滞及增殖的抑制

基因特异性敲除的细胞常用于生物学研究。近些年兴起的CRISPR-Cas9 （clustered regularly interspaced short palindromic repeats-Cas9 nuclease）基因编辑技术越来越广泛地用于基因特异性敲除的实验中。本实验通过利用CRISPR-Cas9基因编辑技术,实现对大鼠心肌H9c2细胞Tudor-SN（tudor staphylococcal nuclease）基因的敲除,并观察其对H9c2细胞周期及增殖的影响。选择PX462质粒为载体,利用软件设计能特异性识别H9c2细胞Tudor-SN 基因第2个外显子的上下游sgRNA（single-guided RNA）,构建1对重组质粒。随后,将这对质粒共同转入H9c2 细胞中,再挑选阳性单克隆细胞进行培养。Western 印迹鉴定其敲除效果,并用敲除成功的细胞株通过流式细胞术及CCK-8（cell counting kit 8）实验进行细胞周期和增殖的检测。Western 印迹结果显示,在阳性细胞中,Tudor-SN 蛋白不表达,成功实现了对Tudor-SN基因的敲除。流式结果显示,Tudor-SN基因敲除（KO）细胞发生了G1期阻滞。G1期细胞占比由H9c2 野生型（WT）细胞的54.28%±0.21% 升高到KO细胞的61.96%±0.40%（*P< 0.05）。CCK-8实验结果显示,KO细胞的增殖速率减慢。生长第6 d的A值由WT细胞的2.82±0.03降低到KO细胞1.85±0.19（*P< 0.05）。本实验成功构建了H9c2 细胞Tudor-SN 基因敲除细胞株,并检测到Tudor-SN 基因敲除对细胞周期的阻滞及增殖的抑制,为研究Tudor-SN基因对心肌细胞功能的调控提供了便利的工具及研究的基础。     

利用CRISPR/Cas9技术产生肌肉特异表达Cas9的小鼠胚胎

目的通过CRISPR/Cas9技术获得肌肉特异性表达Cas9蛋白小鼠胚胎,为建立肌肉特异表达Cas9小鼠动物模型奠定基础。方法设计小鼠Rosa26位点sgRNA并通过体外酶切验证活性,同时使用同源重组构建肌肉特异性同源打靶载体;通过显微注射将Rosa26sgRNA与Cas9蛋白注射到小鼠胚胎,通过PCR及测序检测胚胎的编辑情况,同时移植到假孕母鼠体内,待其生产;将同源打靶载体与Rosa26sgRNA和Cas9一起注射到小鼠胚胎,通过PCR检测整合情况。结果体外酶切实验表明,体外转录的sgRNA与Cas9蛋白联合可对靶位点产生编辑作用;成功构建了肌肉特异性同源打靶载体Donor-SP-px459;通过原核注射获得Rosa26基因编辑胚胎,经移植获得Rosa26基因编辑小鼠;注射同源打靶载体后,成功获得肌肉特异表达Cas9蛋白的基因打靶小鼠胚胎。结论利用CRISPR/Cas9技术,成功获得Rosa26基因编辑胚胎和小鼠,并获得了肌肉特异性表达Cas9蛋白小鼠胚胎,为利用基因打靶构建肌肉特异表达Cas9的小鼠动物模型奠定基础。     

利用CRISPR/Cas9技术构建AEG-1基因敲除U251细胞系并探讨其转移行为的特点

星形胶质细胞上调基因-1(astrocyte elevated gene-1,AEG-1)在多种肿瘤中过表达,参与肿瘤的形成、转移等过程。本实验利用CRISPR/Cas9技术敲除AEG-1基因并研究其在胶质瘤细胞转移过程中的作用。首先设计构建sgRNA/Cas9二合一表达载体并转染到人胶质瘤U251细胞中,通过TA克隆测序鉴定sgRNA的活性;然后筛选建立稳定的AEG-1敲除U251细胞系,并利用Western blot实验检测AEG-1的敲除效率;最后利用Transwell小室、划痕实验评价AEG-1敲除后对肿瘤细胞迁移能力的影响。结果显示,成功构建靶向敲除AEG-1基因的sgRNA/Cas9二合一表达载体,所构建的载体与实验设计相一致,通过TA克隆测序鉴定sgRNA有活性;成功建立稳定的AEG-1敲除U251细胞系,Western blot实验结果表明敲除效率高达98%; Transwell小室实验、划痕实验结果表明AEG-1敲除U251细胞系的转移能力明显降低。     

c-di-GMP的磷酸二酯酶PA4781在抗菌肽Merecidin抑制铜绿假单胞菌生物被膜中的作用

【背景】抗菌肽Merecidin可抑制临床菌株铜绿假单胞菌PA03生物被膜。PA4781基因是课题组通过生物信息学分析筛选出的差异表达基因,PA4781作为细菌第二信使分子环二鸟苷酸(cyclic diguanylate,c-di-GMP)的磷酸二酯酶具有降解c-di-GMP的作用,其在抗菌肽Merecidin抑制生物被膜中的作用机制尚不清楚。【目的】研究细菌第二信使分子c-di-GMP的磷酸二酯酶PA4781基因在抗菌肽Merecidin抑制铜绿假单胞菌生物被膜中的作用。【方法】利用单碱基突变技术敲除PA4781基因,Sanger测序方法检测敲除的正确性。采用结晶紫染色法观察PA03菌株、PA4781过表达菌株、PA4781敲除菌株24 h生物被膜生长情况,以及在抗菌肽Merecidin 24、48、72μmol/L作用下各菌株生物被膜的生长情况。采用对羟基联苯溶液显色法检测在抗菌肽Merecidin 48、72μmol/L作用下,PA03菌株、PA4781过表达菌株、PA4781敲除菌株生物被膜藻酸盐的变化情况。【结果】Sanger测序结果显示,用pnCasPABEC系统成功实现了靶点位置的单碱基突变,提前终止了PA4781的转录;结晶紫染色结果显示,培养24h时,在24μmol/L抗菌肽Merecidin作用下PA03菌株、PA4781过表达菌株、PA4781敲除菌株生物被膜形成情况无显著性差异(P0.05),在抗菌肽Merecidin 48、72μmol/L处理下,过表达株与正常株和敲除株有显著性差异(P0.05),生物被膜明显减少,敲除株生物被膜厚度高于PA03组(P0.05)。随着抗菌肽Merecidin浓度升高各组藻酸盐含量下降,其中过表达菌株在抗菌肽Merecidin作用下藻酸盐生成量抑制率最高,可达65%。【结论】抗菌肽Merecidin能够促进细菌第二信使分子磷酸二酯酶PA4781的表达,为抗菌肽Merecidin抑制铜绿假单胞菌生物被膜的作用机制可能通过细菌第二信使分子这一信号途径提供新的研究思路。     

人源NOVA1蛋白的真核表达及其抗低氧活性鉴定

构建人NOVA1基因的真核表达载体pCMV-Myc-NOVA1,转染PC12细胞后筛选最佳转染条件,进而结合细胞免疫组织化学研究NOVA1蛋白在PC12细胞中的表达分布,并探究其抗低氧活性。根据NCBI数据库NOVA1基因序列设计上下游引物,以pCR4-TOPO-NOVA1载体为模板采用聚合酶链式反应扩增获得NOVA1基因的全长c DNA编码序列,限制性内切酶SalⅠ和XhoⅠ双酶切后插入pCMV-Myc真核表达载体,酶切及直接测序验证后采用脂质体转染法转染入PC12细胞,针对转染比例和转染时间进行优化,进而采用实时定量PCR和Western blotting检测NOVA1蛋白的表达,最后采用细胞免疫组织化学检测NOVA1蛋白在PC12细胞中的表达定位及其抗低氧活性。通过酶切和直接测序验证,成功构建了真核表达载体pCMV-Myc-NOVA1;质粒和Lipo2000最佳转染比例为1:2.5,最佳转染时间为72 h;最佳转染条件下NOVA1基因和蛋白的表达水平显著增加,转染pCMV-Myc-NOVA1质粒后,NOVA1蛋白主要分布于细胞核和细胞质;过表达NOVA1的PC12细胞增殖活性明显增加。本文采用分子克隆的方法成功构建了NOVA1基因的真核表达载体,通过条件优化实现了高效表达并测定过表达NOVA1蛋白具有明显的抗低氧活性,不仅为深入揭示NOVA1蛋白的作用机理提供了重要参考,而且为NOVA1蛋白潜在的药物开发提供了重要技术支撑。     

SUMO蛋白酶Ulp1的高效表达纯化并通过His-SUMO标签制备scFv

SUMO蛋白酶(Ulp1)是切割小分子泛素修饰(SUMO)融合蛋白获得天然N端靶蛋白的一种工具酶,具有酶切效率高、特异性好等优点。但现有市售SUMO蛋白酶Ulp1价格昂贵、操作复杂,限制了SUMO融合体系的运用。利用基因工程技术,合成基因ulp1(Leu403-Lys621),并在N端和C端加入多聚组氨酸标签(His_6),构建重组表达载体psv T7-ulp1,将重组质粒转入大肠杆菌BL21(DE3)和BL21 trx B(DE3)中。经过高通量筛选技术快速确定最优的表达条件为采用BL21(DE3)作为表达宿主,转接后7h加入IPTG,IPTG的终浓度为0.1mmol/L,诱导时间为16h,最终蛋白质表达量占菌体总蛋白质量的34.5%,重组蛋白Ulp1的表达量为190mg/L,通过Ni-NTA一步纯化即可得到纯度95%以上的Ulp1。通过酶切反应,测定酶活为5.19U/μl,比酶活为5.23×10~4U/mg,是先前报道比酶活的1.87倍,通过酶活动力学分析,Ulp1的表观米氏常数K_m=0.359g/L,V_m=5.10μg/(ml·min)。将SUMO融合表达体系用于单链抗体(single-chain antibody fragment,scFv)的表达,得到可溶的SUMO-scFv融合蛋白,使用表达的Ulp1进行酶切并纯化,获得纯度高于90%且N端不含多余氨基酸的scFv,操作步骤简单,显著改善了scFv在大肠杆菌中难以高效可溶性表达纯化的现状。     

利用CRISPR-Cas9基因编辑技术敲除H9c2细胞Tudor-SN基因对细胞周期的阻滞及增殖的抑制

基因特异性敲除的细胞常用于生物学研究。近些年兴起的CRISPR-Cas9(clustered regularly interspaced short palindromic repeats-Cas9 nuclease)基因编辑技术越来越广泛地用于基因特异性敲除的实验中。本实验通过利用CRISPR-Cas9基因编辑技术,实现对大鼠心肌H9c2细胞Tudor-SN(tudor staphylococcal nuclease)基因的敲除,并观察其对H9c2细胞周期及增殖的影响。选择PX462质粒为载体,利用软件设计能特异性识别H9c2细胞Tudor-SN基因第2个外显子的上下游sgRNA(single-guided RNA),构建1对重组质粒。随后,将这对质粒共同转入H9c2细胞中,再挑选阳性单克隆细胞进行培养。Western印迹鉴定其敲除效果,并用敲除成功的细胞株通过流式细胞术及CCK-8(cell counting kit 8)实验进行细胞周期和增殖的检测。Western印迹结果显示,在阳性细胞中,Tudor-SN蛋白不表达,成功实现了对Tudor-SN基因的敲除。流式结果显示,Tudor-SN基因敲除(KO)细胞发生了G1期阻滞。G1期细胞占比由H9c2野生型(WT)细胞的54.28%±0.21%升高到KO细胞的61.96%±0.40%(*P0.05)。CCK-8实验结果显示,KO细胞的增殖速率减慢。生长第6天的A值由WT细胞的2.82±0.03降低到KO细胞1.85±0.19(*P0.05)。本实验成功构建了H9c2细胞Tudor-SN基因敲除细胞株,并检测到Tudor-SN基因敲除对细胞周期的阻滞及增殖的抑制,为研究Tudor-SN基因对心肌细胞功能的调控提供了便利的工具及研究的基础。