荧光共振能量转移效率的实时定量测量

荧光共振能量转移（FRET）广泛用于研究分子间的距离及其相互作用,与荧光显微镜结合,可定量获取有关生物活体内蛋白质、脂类、DNA和RNA的时空信息。随着绿色荧光蛋白（GFP）的发展,FRET荧光显微镜有可能实时测量活体细胞内分子的动态性质。提出了一种定量测量FRET效率以及供体与受体间距离的简单方法,仅需使用一组滤光片和测量一个比值,利用供体和受体的发射谱肖除光谱间的串扰。该方法简单快速,可实时定量测量FRET的效率和供体与受体间的距离,尤其适用于基于GFP的供体－受体对。     

珊瑚和海葵来源红荧光蛋白的研究和应用

绿色荧光蛋白作为标记蛋白和报告蛋白在生物学研究中应用越来越广。但在荧光共振能量转移(fluorescenceresonanceenergytransfer,FRET)等技术中存在一些缺陷,需要更大波长范围的荧光蛋白。最近研究发现了多种来源于珊瑚和海葵的红荧光蛋白,这些长波长的荧光蛋白对绿色荧光蛋白是一种很好的代替和补充,可以实现细胞内多荧光标记,提供更理想的FRET荧光对。经随机突变和定点突变等方法改建获得的红荧光蛋白变种显示出更高的荧光强度,成熟时间也更短。目前应用较多的是来源于香菇珊瑚(Discosomasp.)的红荧光蛋白DsRed。     

一种改进的荧光共振能量转移方法分析同质二聚体内蛋白质-蛋白质相互作用

荧光共振能量转移(fluorescence resonance energy transfer, FRET)技术日益广泛的应用于检测活细胞中分子内和分子间的相互作用. 由于FRET仅发生于相互作用的供体和受体,即供体-受体复合物之间,所以检测的FRET信号必须经标准化处理以去除供体受体比例和浓度的影响然后才能够进行FRET的比较研究. 由于供体和受体的比例相同,分子内FRET的检测较为简单;而分子间FRET的检测存在更多的不确定因素,导致现有的方法很难精确定量.根据1类特殊的分子间相互作用,同质二聚体的独特特征,推导出供体 受体复合物的含量,进而开发了1种同质二聚体分子间FRET的精确定量的方法,以1种同质二聚体,雌激素受体α(estrogen receptor alpha, ERα)为供体和受体对,通过和其它的方法比较,证实了该方法用于FRET检测可获得更可靠的结果.     

抗砷细胞荧光染色后的激光共聚焦显微镜检测

目的:应用激光共聚焦显微镜检测活细胞内荧光物质含量.方法:传代培养长期低剂量砷诱导的抗砷细胞,用荧光染料Rhodamine-123对细胞染色30min,实验组与维拉帕米(Verapamil)共同孵育,对照组为单加Rhodamine-123的抗砷细胞.应用激光共聚焦显微镜采集Rhodamine-123的荧光图像动态序列,并且记录不同时间段的细胞内荧光强度.结果:实验组细胞染色12h,24h,36h,48h,60h后,荧光强度依次为(51.567±0.7572)、(46.533±0.7095)、(39.557±0.601)、(38.6±0.6245)和(38.505±0.718),明显高于同时间段对照组的荧光强度,差异均有显著性(P＜0.01).结论:应用激光共聚焦显微成像技术能进行活细胞水平荧光物质实时定量检测.     

多聚甲醛固定对荧光蛋白分子间FRET效率的影响

目的：研究多聚甲醛固定对利用荧光共振能量转移(fluorescence resonance energy transfer, FRET)检测细胞中蛋白质相互作用的影响,解决运动能力较强的细胞中FRET效率检测的问题。方法：选用两个已知能够相互作用的蛋白分子TRA和TRB,将荧光蛋白ECFP和EYFP的编码基因通过融合PCR分别标记在其C端;将两个融合基因共转染靶细胞,一组细胞经低浓度（0.5%）多聚甲醛短时（0.5~1h）固定,另一组不固定,利用激光共聚焦扫描显微镜检测两个融合蛋白之间的FRET效率,比较其在两组细胞之间的差异情况。结果：经过统计学分析,在活细胞和经低浓度多聚甲醛短时间固定的细胞中,ECFP与EYFP之间的FRET效率没有显著差异。结论：低浓度短时间的多聚甲醛固定对于荧光蛋白分子之间的相互作用没有显著的影响,因此对于运动能力过强的细胞可以固定后再进行FRET检测。     

对同一细胞内DNA、RNA和蛋白含量相关测定的显微荧光光度法

用荧光染料DAPI、PyroninY和FITC分别染同一细胞内DNA、RNA和蛋白.在紫外光、绿光和兰光顺序激发后,用MPVⅡ显微荧光光度计测量反映单个细胞内DNA、RNA和蛋白含量的荧光强度.根据荧光发射光谱分析,每种染料荧光之间的干扰是可以忽略的.测量结果与FCM获得的结果是一致的.显微荧光光度术对单个细胞多参数相关测量的优点是简单、便宜,并可用于对活细胞获得形态学和定量细胞化学的组合信息.     

单个活细胞中生物分子动态行为的FRET实时检测

分别采用两种不同绿色荧光蛋白(green fluorescent prote in,GFP)突变体作为荧光共振能量转移(fluo-rescence resonance energy transfer,FRET)对的供体和受体,并利用分子生物学技术将供体和受体分子分别与特定的生物分子融合,这种技术已经成为在单个活细胞中实时长时间检测蛋白质间的动态相互作用的主要技术。主要介绍了基于GFPs的FRET技术在单个活细胞中实时长时间研究生物分子动态行为的应用。     

基于荧光蛋白的荧光共振能量转移探针的构建及应用

荧光共振能量转移(fluorescence resonance energy transfer,FRET)是基于荧光基团供体和荧光基团受体间偶极子–偶极子耦合作用的非辐射方式的能量传递现象。基于荧光蛋白的FRET技术已被广泛用于研究细胞信号通路中蛋白质–蛋白质活体相互作用检测、蛋白质构象变化监测以及生物探针的研制中。基于荧光蛋白的荧光共振能量转移探针使得人们可以在时间和空间层面上研究细胞信号的转导过程。该文简要介绍了四大类基于荧光蛋白的FRET生物探针的设计、研制以及其在生物信号分子检测、活细胞成像以及药物筛选中的应用和进展情况。     

基于C6流式细胞仪平台应用FRET技术在活细胞中研究蛋白质相互作用

荧光共振能量转移(fluorescence resonance energy transfer,FRET)显微镜技术被广泛应用于在活细胞中研究蛋白质相互作用。随着流式细胞术(fluorescence activated cell sorting,FACS)的发展与应用,FACS-FRET技术不但可以检测活细胞中蛋白质相互作用,还可以进行定量统计分析。由于流式细胞仪价格昂贵、FRET技术对荧光基团发光光谱的特殊要求等原因,目前为止FACS-FRET技术仅仅被应用到一些特殊的科学研究。为了解决这些问题,构建了一对新的FRET荧光基团EGFP-m Cherry,并且在小型流式细胞仪C6上检测了EGFP-m Cherry融合蛋白的FRET信号,最后使用已明确有相互作用关系的p53蛋白和MDM2蛋白做验证,证明了所构建的EGFPm Cherry可以作为检测FRET信号的荧光基团。不仅促进了FACS-FRET技术的发展,还为人类疾病治疗的药物作用靶点研究提供了有利的研究手段。     

生物大分子相互作用检测技术新进展———三色荧光级联荧光共振能量转移技术

荧光共振能量转移(fluorescenceresonanceenergytransfer,FRET),是指能量从一种受激发的荧光基团(fluorophore)以非辐射的方式转移到另一种荧光基团的物理现象.FRET的能量转移效率是两个荧光基团间距离的函数,并对此距离十分敏感,它的有效响应距离一般在1～10nm之间,因而可被用于测定原子间及分子间的距离.这一特点使FRET技术在大分子构象变化、大分子之间相互作用、细胞信号通路等研究中发挥重要作用,成为生物医学研究中的重要方法.但细胞内的生物学过程常常涉及多于两个的大分子间相互作用,二色荧光基团的FRET技术不能满足这种生物学研究的需求.最近,两个研究小组在这方面取得突破,建立了分别基于共聚焦显微镜和流式细胞仪的三色荧光级联FRET技术.这一技术的出现将会极大地促进生物学及相关研究领域的发展.     

FRET技术及其在蛋白质-蛋白质分子相互作用研究中的应用

简要综述了FRET方法在活细胞生理条件下研究蛋白质-蛋白质间相互作用方面的最新进展.蛋白质-蛋白质间相互作用在整个细胞生命过程中占有重要地位,由于细胞内各种组分极其复杂,因此一些传统研究蛋白质-蛋白质间相互作用的方法,例如酵母双杂交、免疫沉淀等可能会丢失某些重要的信息,无法正确地反映在当时活细胞生理条件下蛋白质-蛋白质间相互作用的动态变化过程.荧光共振能量转移（fluorescence resonance energy transfer, FRET）是近来发展的一项新技术,此项技术的应用,为在活细胞生理条件下对蛋白质-蛋白质间相互作用进行实时的动态研究,提供一个非常便利的条件.     

荧光能量转移技术在生物学研究中的应用

荧光能量转移(FRET)是指两个携带不同荧光基团的大分子在相互间距离足够近时(10～100A)所发生的能量非放射性地由一个荧光基团向另一个荧光基团转移的现象。结合绿色荧光蛋白的发现,FRET技术可用于检测生物大分子中不同亚基的位置和生物大分子间的相互作用。近年来,FRET技术在生物学研究中的突破性进展是在活体细胞中实时监测生物大分子之间的相互作用。本文就绿色荧光蛋白的发现,FRET技术的原理、研究进展和应用前景作简要综述。     

利用FRET技术在活细胞内观察EGF对PKA作用的时空成像

cAMP依赖的蛋白激酶(protein kinase A,PKA)在细胞生长与分化过程中扮演重要角色,特别是在调节Ras信号通路引起的细胞增殖效应中起着重要作用。为了在活细胞内动态观察表皮生长因子(epidermal growth factor,EGF)对PKA的作用,采用一种可以检测PKA酶活性的报告蛋白(A-kinase activity reporter,AKAR)——这种报告蛋白是利用荧光共振能量转移(fluorescence resonance energy transfer,FRET)原理设计的,使其在人类肺癌细胞(ASTC-a-1)中稳定表达。加入EGF刺激因子后,随时间变化的成像分析显示出在活细胞生理条件下被EGF作用的PKA酶活性变化的时空信息。这些资料为EGF作用PKA提供了直接的实时证据。     

细胞结构动力学——实时调控细胞力学的因素分析

机械力普遍存在于活细胞的生命活动中,而细胞内力学活动必须依赖骨架结构传递,这种独特的力学形式被称为细胞结构力学.单位时间内细胞结构力学变化受多因素调控,如外力、渗透压、动力分子、张力敏感性离子通道、胞内力学感受器及骨架组装等,构成了细胞结构动力学研究的重要内容.基于荧光共振能量转移(FRET)原理开发的荧光张力探针能整合到细胞骨架内,将细胞结构力学变化转化为光学信号,可能带来细胞力学研究的革命.随着细胞结构动力学研究内容的不断深入,特别是太空时代细胞力学稳态的打破,细胞结构动力学将在生命及医学研究领域显露出越来越重要的地位.     

利用荧光寿命变化定量分子内和分子间相互作用的方法

荧光寿命是指荧光分子在回到基态前在激发态停留的平均时间. 本文发展了基于荧光寿命测量来定量分子内和分子间相互作用的方法：通过G碱基猝灭对于荧光寿命的影响定量DNA二级结构的形成；通过荧光共振能量传递（FRET）中荧光寿命的变化来定量分子间的相互作用. 第一种方法巧妙利用了G碱基会猝灭临近的染料分子的性质，结合荧光寿命的变化，可以判断DNA二级结构的形成以及形成的比率. FRET是用于研究生物分子相互作用的一个重要手段. 传统的FRET方法主要是基于强度的变化，但这种变化容易受到荧光表达水平变动、样品中分子扩散以及荧光串色的影响，因此经常存在着实验比较复杂和重复性差的问题. 而基于荧光寿命的FRET研究则可以很好地克服上述缺点. 通过检测供体荧光寿命的变化，我们能够方便快捷地判断是否发生FRET，并通过建立系统的数据分析方法，得到FRET的效率以及分子之间相互作用的信息.     

监测活细胞中诱导激活的Rac、Cdc42信号转导通路的FRET单分子探针

Rho家族鸟苷三磷酸酶,包括Rac1和Cdc42等．参与调节细胞形态、细胞迁移、转录激活和基因表达等一系列细胞过程。根据FRET（Fluorescent resonance energy transfer）技术原理,构建了包含红色荧光蛋白dsRed1与青色荧光蛋白ECFP的全长cDNA．效应分子Pak1或N—WASP的GTP酶联结区域．信号分子Rac1或Cdc42的全长cDNA的几种单分子探针。转染NIH3T3或Hela细胞,以胰岛素、缓激肽为诱导剂,分别激活Rac1、Cdc42信号转导通路。离体荧光光谱检测表明．在两种转染动物细胞中均产生了FRET现象。不同信号转导通路的FRET效率,在诱导激活5min后,均达到最高值,但增加幅度有显著差异。随着诱导时间的延长,FRET效率下降,但下降速率在不同信号转导通路间差异显著。Rac1、Cdc42激活试验证实．诱导激活的转染细胞中,Rac1、Cdc42均处于激活状态（GTP—bound）,其在不同诱导时间的相对激活程度与FRET效率表现相同。诱导激活的Rac1、Cdc42信号转导通路,分别导致了转染活细胞中片状伪足、线状伪足的产生。这表明,采用这些单分子探针,可直接监测激活的信号转导通路,在活细胞中的3D时空分布变化图像及其产生的细胞学效应。采用这些单分子探针．分析、判断了一些调节蛋白对Rac1、Cdc42的GEF或GAP特性。从而提供一种可大大简化现有的鉴定待测蛋白分子的方法。     

利用荧光共振能量转移技术在活细胞内研究顺铂诱导的凋亡信号通路

为在活细胞内探讨顺铂诱导的凋亡通路．实验样品经顺铂处理后,应用基于荧光共振能量转移(FRET)原理设计的荧光探针pFRET-Bid和pSCAT-3来检测Bid切割和Capase-3活化的动态变化,同时,利用荧光成像在亚细胞水平对Bid转位线粒体的动力学特征进行了实时分析．结果表明：在顺铂诱导的细胞凋亡过程中,Bid切割发生在药物刺激后4～5 h, 历时(120±20) min．Bid切割活化后即从胞浆内转位到线粒体,历时(90±15) min．在凋亡后期,可以明显检测到Caspase-3 的激活．研究表明,应用FRET及荧光成像技术,可以在活细胞内实时、直观、可视地研究顺铂诱导的细胞凋亡过程,从而客观地反映了Bid、Caspase-3等蛋白质分子在该凋亡信号通路中的动态行为及时空传递特性．     

Caspase-3参与调控蟾酥诱导人肺腺癌(ASTC-a-1)细胞的凋亡

采用基因质粒转染技术、荧光发射谱检测分析以及荧光共振能量转移(FRET)受体光漂白技术,首次在活细胞中实时检测中药蟾酥(Chan-Su,CS或bufonis venenum)诱导人肺腺癌(ASTC-a-1)细胞凋亡过程中caspase-3的活化特性.采用CCK-8(Cell Couneing Kit-8)技术检测发现,蟾酥对细胞的活性具有显著的抑制作用;蟾酥处理稳定表达FRET质粒SCAT3的人肺腺癌细胞后,在不同的时间检测活细胞中SCAT3的荧光光谱;利用共聚焦扫描荧光显微成像技术检测蟾酥处理后细胞的形态,从而进一步证实蟾酥诱导细胞凋亡.实验结果表明:a.蟾酥可以有效抑制人肺腺癌(ASTC-a-1)细胞的增殖活性并诱导细胞的死亡.蟾酥对细胞的抑制作用具有剂量依赖性;b.蟾酥处理细胞6 h后能检测到明显的细胞凋亡小体,连续作用24 h后细胞全部皱褶,并有部分细胞破碎;c.蟾酥作用细胞2 h就能明显切割细胞内的SCAT3,细胞内SCAT3的切割程度随着蟾酥作用时间的延长而增加,24 h内细胞内的SCAT3完全被切割.受体光漂白实验也证实了该结论,表明caspase-3参与调控了蟾酥诱导的细胞凋亡过程.     

高灵敏荧光探针用于肿瘤 Ramos 细胞的快速检测

本文以聚苯乙烯纳米微球为载体,基于适体特异性识别和 DNA 杂交原理,组装了一种 DNA-CdTe 量子点纳米线,制备了具有较高荧光强度的复合型荧光探针,并成功用于 Ramos 细胞的荧光成像。该探针可以用于特异性识别肿瘤细胞,在荧光成像中信号强灵敏度高,为肿瘤细胞的检测提供一种新方法。     

高灵敏荧光探针用于肿瘤Ramos细胞的快速检测

本文以聚苯乙烯纳米微球为载体,基于适体特异性识别和DNA杂交原理,组装了一种DNA-CdTe量子点纳米线,制备了具有较高荧光强度的复合型荧光探针,并成功用于Ramos细胞的荧光成像。该探针可以用于特异性识别肿瘤细胞,在荧光成像中信号强灵敏度高,为肿瘤细胞的检测提供一种新方法。