基因前定点敲入FLAG标签表达的FLAG-SND1蛋白参与胞内应激颗粒的形成

CRISPR/Cas9 (clustered regularly interspaced short palindromic repeats-Cas9 nuclease) 基因编辑技术是近年来新兴的一种可以实现基因特异性敲除和敲入的技术。本文利用CRISPR/Cas9基因编辑系统,将3×FLAG标签定点敲入HeLa细胞SND1基因前方,使细胞内源性表达的SND1蛋白带有3×FLAG标签,并观察SND1与应激颗粒及加工体的定位情况。设计针对SND1基因起始密码子ATG附近的sgRNA,以px459为表达载体,构建出重组真核表达质粒。设计含有3×FLAG及待插入位置上下游150 bp同源臂的序列,经公司合成获得重组质粒。将2个质粒共同转染HeLa细胞,使用嘌呤霉素筛选阳性细胞,挑取单克隆后培养。Western 印迹表明,细胞表达3×FLAG-SND1融合蛋白质。提取细胞基因组DNA进行测序。测序无误获得稳定株后,用流式细胞术检测细胞周期和凋亡,发现与WT细胞相比无显著性差异。同时,使用0.5 mmol/L亚砷酸钠处理,细胞发生氧化应激,eIF2α蛋白磷酸化增加,胞浆中出现应激颗粒,SND1与应激颗粒标志蛋白TIAR存在共定位现象,但不存在与加工体蛋白DCP1α的共定位。     

运动神经元生存蛋白SMN与Sm蛋白的结合作用

脊髓性肌萎缩症（spinal muscular atrophy,SMA）是一类与运动神经元存活基因（survival of motor neurons gene,SMN gene）突变有关的神经系统变性疾病,而SMN基因的转录产物即为SMN蛋白（survival of motorneurons protein,SMN protein）。SMN蛋白与多种蛋白结合后发挥作用,如SMN-Sm蛋白的相互作用在富含尿嘧啶的小核核糖核蛋白体（uridine—richsmallribonucleo—proteins,UsnRNPs）转运装配中有重要意义。SMN蛋白是通过其Tudor结构域与剪接体sm蛋白的二甲基化修饰的富含精氨酸一氨基乙酸域（ar—ginineandglycine—rich,RG）结合。     

活细胞内以光漂白荧光损失(FLIP)技术分析HuR蛋白的应激动力学行为

人类抗原R(human antigen R,HuR)是一种多功能RNA结合蛋白,参与细胞应激颗粒(stress granules,SGs)的构成。SGs是细胞在受到外界环境刺激时在胞浆中形成的颗粒状结构。该研究是利用光漂白荧光损失(fl uorescence loss in photobleaching,FLIP)技术对活细胞内的HuR蛋白颗粒进行应激动力学分析。首先,利用脂质体将RFP-HuR重组质粒瞬时转染入HeLa细胞,以Western blot和细胞免疫荧光实验确定是否实现对于HuR蛋白的红色荧光蛋白(red fl uorecent protein,RFP)标记;然后以405 nm激光束脉冲式重复光漂白HuR应激颗粒,分别监测同一漂白细胞内的其他HuR颗粒以及核内荧光信号,并以邻近的未漂白细胞作为对照组。实验结果表明,转染重组质粒后可有效表达RFP-HuR融合蛋白,且与SGs标记蛋白G3BP存在共定位关系。在第一个光漂白循环,漂白区荧光密度便从2 500 a.u.降低至0 a.u.;而经过约12个漂白循环(240 s)后,邻近HuR颗粒的荧光密度从漂白前的1 800 a.u.左右降低并维持在200 a.u.左右,表明活细胞内的HuR颗粒呈现高度的动态性;而胞核区荧光密度亦从4 400 a.u.降低至2 000 a.u.左右,表明HuR蛋白是一种核浆穿梭蛋白,在SGs、胞浆及胞核之间存在一定的动态平衡。利用FLIP技术可以分析并比较SGs不同成分的应激动力学属性,有助于进行SGs相关临床疾病的分子机制探讨。     

SND1蛋白与HuR蛋白的相互结合作用

人源SND1（staphylococcal nuclease domain containing 1）蛋白由N端的SN（staphylococcal nucleases）结构域和C端的TSN (Tudor SN5) 结构域组成,其中SN结构域又包含SN1～SN4四个重复的功能片段. 本课题组前期研究结果表明,SND1蛋白可以通过SN结构域与G3BP（Ras GAP SH3 domain binding protein）蛋白相互结合,共同参与细胞应激颗粒（stress granules,SGs）的形成. SGs是真核细胞在受到氧化应激、病毒感染等外界刺激时在胞浆内形成的与RNA代谢相关的颗粒状结构. 对于SGs的成分鉴定及相互作用的分析一直是学者们研究的热点. 本研究中,免疫共沉淀实验结果表明,以抗SND1抗体可以共沉淀出HeLa细胞内另一个重要的应激相关人类抗原R（human antigen R,HuR）蛋白. 另外,利用脂质体转染法将pcDNA3 FLAG HuR重组质粒瞬时转染入HeLa细胞,成功过表达外源性的FLAG HuR融合蛋白,再以抗FLAG标签抗体又可以反向共沉淀出内源性SND1蛋白,证明SND1与HuR之间存在蛋白质间的相互结合作用. 细胞免疫荧光实验结果表明,当给予HeLa细胞05 mmol/L亚砷酸钠氧化应激时,SND1与HuR蛋白共同定位于胞浆中的SGs结构中. GST pulldown实验结果进一步表明截短的SN结构域可以结合HuR蛋白,其中以SN1功能片段的结合能力最强,表明SND1蛋白是通过SN结构域与HuR蛋白形成应激复合物,参与SGs的胞浆组装.并不定位于SGs的TSN结构域亦可结合HuR蛋白,提示SND1 HuR的蛋白相互作用可能并不局限于SGs,具有其它方面的功能意义.     

p100蛋白表达抑制的HepG2肝癌细胞稳定株的建立

目的建立p100表达抑制的HepG2肝癌细胞稳定株,并初步探讨p100在HepG2肝癌细胞中的功能。方法用脂质体将含有真核细胞筛选标记Neo和GFP的p100 shRNA表达质粒转染入HepG2细胞。经G418耐药筛选稳定整合抗药基因的细胞单克隆;荧光镜检GFP阳性细胞单克隆,挑取单克隆;Western检测HepG2细胞稳定株HepG2（p100I）中p100表达的抑制效果;平板细胞克隆形成实验检测细胞克隆形成能力;MTS法检测细胞存活;划痕实验检测细胞迁移能力。结果成功获得了p100表达抑制的HepG2肝癌细胞稳定株HepG2（p100I）,其中p100的表达明显降低。并且实验表明,该p100表达抑制稳定株的克隆形成能力,抵抗化疗药物Cisplatin诱导的细胞死亡的能力和迁移能力明显低于对照组细胞。结论p100表达抑制的HepG2肝癌细胞稳定株的建立为研究p100蛋白在肝癌中的作用提供了体外细胞系模型,基于此稳定株的研究,发现p100能够影响HepG2肝癌细胞的多种细胞功能。     

活细胞内人AGTR1-3′UTR的荧光标记及应激定位分析

利用噬菌体衣壳蛋白MS2和带有序列特异性茎环结构(含有MS2蛋白结合位点)的RNA之间的高度亲和力,对外源性人血管紧张素1型受体(angiotensin II receptor type 1,AGTR1)mRNA 3′端非翻译区(3′untranslated region,3′UTR)片段进行红色荧光标记,进而在活细胞(HeLa)内研究该mRNA片段的应激生物学行为。通过在pSG5空载体质粒上先后插入两个双链DNA目的片段AGTR1-3′UTR和24×MS2,构建重组质粒pSG5/AGTR1-3′UTR/24×MS2,并将该质粒与重组质粒pERFP/MS2和pEGFP/C1-G3BP共转染入Hela细胞。荧光显微成像结果显示,AGTR1-3′UTR-24×MS2 mRNA片段能够携带具有入核信号的MS2-RFP融合蛋白离开胞核进入胞浆,而且在亚砷酸盐刺激下,红色荧光标记的AGTR1-3′UTR-24×MS2 mRNA片段可在胞浆中形成与应激蛋白G3BP-GFP共定位的颗粒。该结果表明,针对AGTR1-3′UTR片段的MS2-RFP荧光标记系统构建成功,该荧光标记系统能有效避免假阳性的荧光信号。在细胞受到氧化应激时,AGTR1-3′UTR会被招募至胞浆中的应激颗粒结构中,启示了AGTR1-3′UTR区域对于调控AGTR1 mRNA在细胞内的应激定位具有重要作用。     

重组pEGFP—C2-p100-TSN点突变质粒构建及表达

目的将6个不同的p100-TSN．Mutants基因片段分别定向连入PEGFP—C2质粒中,使P100-TSN突变蛋白能够与绿色荧光蛋白在COS7细胞中融合表达,从而为进一步研究p100蛋白TSN结构域的功能奠定实验基础。方法利用EcoR I和Xho I双酶切方法从6个pcDNA3．1（＋）-p100-TSN．Mutants重组质粒中分别获得p100-TSN．Mutants的cDNA片段,将其连人pEGFP—C2质粒载体中,再将成功构建的6个pEGFP—C2-p100-TSN．Mutants质粒分别转染COS7细胞中,荧光显微镜下观察绿色荧光蛋白表达。结果①将重组质粒进行双酶切鉴定可见p100-TSN．Mutants的cDNA片段;②转染重组质粒后可观察到绿色荧光蛋白的表达。结论①6个pEGFP—C2-p100-TSN．Mutants重组质粒构建成功;②p100-TSN突变蛋白可与绿色荧光蛋白在COS7细胞中融合表达。     

基因前定点敲入FLAG标签表达的FLAG-SND1蛋白参与胞内应激颗粒的形成

CRISPR/Cas9 (clustered regularly interspaced short palindromic repeats-Cas9 nuclease) 基因编辑技术是近年来新兴的一种可以实现基因特异性敲除和敲入的技术。本文利用CRISPR/Cas9基因编辑系统,将3×FLAG标签定点敲入HeLa细胞SND1基因前方,使细胞内源性表达的SND1蛋白带有3×FLAG标签,并观察SND1与应激颗粒及加工体的定位情况。设计针对SND1基因起始密码子ATG附近的sgRNA,以px459为表达载体,构建出重组真核表达质粒。设计含有3×FLAG及待插入位置上下游150 bp同源臂的序列,经公司合成获得重组质粒。将2个质粒共同转染HeLa细胞,使用嘌呤霉素筛选阳性细胞,挑取单克隆后培养。Western 印迹表明,细胞表达3×FLAG-SND1融合蛋白质。提取细胞基因组DNA进行测序。测序无误获得稳定株后,用流式细胞术检测细胞周期和凋亡,发现与WT细胞相比无显著性差异。同时,使用0.5 mmol/L亚砷酸钠处理,细胞发生氧化应激,eIF2α蛋白磷酸化增加,胞浆中出现应激颗粒,SND1与应激颗粒标志蛋白TIAR存在共定位现象,但不存在与加工体蛋白DCP1α的共定位。     

针对人Tudor-SN蛋白T103位点的应激磷酸化抗体制备及分析

目的：针对人Tudor-SN蛋白T103位点（103位苏氨酸,Thr103）制备兔源多克隆磷酸化抗体,并进行应激磷酸化的时相分析。方法：首先人工合成含磷酸化T103（pT103）位点的多肽,4次免疫新西兰大白兔后获取抗血清;然后以AKTA蛋白纯化系统进行纯化,并利用Western blotting和细胞免疫荧光实验对纯化后的抗pT103抗体进行鉴定;最后以In-cell Western法进行Tudor-SN蛋白的应激磷酸化/去磷酸化时相性分析。结果：（1）确定并合成磷酸化多肽“TIENKpTPQGRC”,收集约75 ml兔源抗血清,纯化后获取2.08 mg/ml抗pT103抗体;（2）当HeLa细胞受到氧化应激时,以pT103抗体检测的磷酸化信号增强,可在胞浆中检测到颗粒状信号,与内源性Tudor-SN应激颗粒存在共定位关系;（3）在氧化应激及应激去除后恢复过程中,T103位点的磷酸化水平呈现一定的波动性时相。结论：成功制备针对Tudor-SN蛋白T103位点的兔源多克隆抗pT103抗体,有助于从磷酸化修饰角度进行Tudor-SN在细胞应激方面的机制探讨。     

重组原核质粒GST-hTudor-SN-SN（1～4）的构建及表达

目的 将人类Tudor-SN（tudor staphylococcal nuelease）蛋白SN（1～4）基因片段分别定向连入pGEX-4T-1质粒,使Tudor-SN蛋白sN各功能片段与（;＂蛋白在大肠埃希菌BL21细胞内融合表达.方法 以重组质粒pSG5-Tudor-SN-flag为模板,PCR法扩增出目的 基因,利用EcoR Ⅰ和Sal Ⅰ双酶切法将目的 片段连接纠pGEX-4T-1载体卜,再将构建成功的GST-hTudor-SN-SN（1～4）重组质粒转化人大肠埃希菌BL-21内,IPTG诱导表达后再以考马斯亮蓝染色法检测GST融合蛋白的表达.结果 以单/双酶切和基因测序法鉴定构建的重组质粒均无误,考马斯亮监染色法观察到GST融合蛋白的正确表达.结论 重组原核GST.hTudor-SN-SN（1-4）质粒成功构建和表达.