应用SSA报告载体提高ZFN和CRISPR/Cas9对猪IGF2基因的打靶效率

IGF2(Insulin-like growth factor 2)基因作为最复杂多样的生长因子之一,对猪胎儿发育以及出生后生长发育和肌肉生成起着非常重要的作用。通过基因组编辑技术对我国本地猪种的IGF2基因作精确的遗传修饰,对于提高本地猪种的瘦肉率具有重要的育种意义。文章在蓝塘猪胎儿成纤维细胞(Porcine fetal fibroblasts, PEF)中检测了锌指核酸酶(Zinc finger nucleases, ZFN)和CRISPR/Cas9对IGF2基因的打靶效率,结果表明CRISPR/Cas9对IGF2基因的切割效率最高可达9.2%,显著高于ZFN的切割效率(<1%),但两者均未达到作为体细胞核移植(Somatic nuclear transfer, SCNT)供体细胞所需的打靶效率。应用SSA (Single-strand annealing)报告载体筛选技术来富集IGF2基因被ZFN和CRISPR/Cas9修饰过的PEF细胞,结果表明,该技术可使CRISPR/Cas9的打靶效率提高5倍左右,对ZFN的打靶效率具有更大的增强作用。     

CRISPR/Cas9技术在表观基因组中应用的探讨

成簇规律间隔短回文重复序列/成簇规律间隔短回文重复序列关联蛋白9(Clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated proteins,CRISPR/Cas9)技术是近5年来在生物基因改造中应用最广泛的新型编辑工具,具有成本低、效率高、多位点打靶以及脱靶效应可预测等优点,正在成为不同生物体中设计基因组的有力工具。表观遗传的不断发展对分子生物学的中心法则提出挑战,包括DNA中碱基和组蛋白的修饰、非编码RNA对基因组和染色质结构的调节中都起到至关重要的作用。对CRISPR/Cas9系统的改造可以对表观基因组进行修饰。对CRISPR/Cas9系统在表观基因组中进行修饰的应用进行概述,讨论了定向修饰基因组存在的问题,以期为CRISPR/Cas9系统在基因组编辑领域的应用提供参考。     

一种拟南芥基因高效编辑体系研究

CRISPR/Cas9基因编辑系统操作简单易行,无需引入外源基因,生物安全性高。但怎样快速筛选获得不含外源转化元件的基因编辑后代是一个关键技术问题。本研究创造性的将拟南芥种皮特异性启动子At2S3与荧光筛选标记基因mCherry组装进植物基因组定点编辑CRISPR载体pHDE中,以拟南芥as1为靶基因,构建一种通过荧光标记筛选、实现转化后代中Cas9 Free的基因高效编辑体系。结果表明,通过同源重组方法构建的带有筛选标记的CRISPR载体与设计相符,外源插入片段正确。挑选转化后种皮上带有红色荧光标记的阳性种子培育得到T₁代植株,经PCR验证,成功获得as1定点敲除的纯合突变植株,纯合子比率达到40%;挑选T₁代纯合突变上不带荧光的种子,培育得到的T₂代植株中,PCR检测不到Cas9片段,实现了编辑后代的Cas9 Free。本研究构建的一种带有可视化筛选标记的基因高效编辑体系,成功实现编辑后代中无外源插入的Cas9等转化元件,生物安全性高,为基因组定点编辑技术在植物遗传资源改良中的高效利用提供了借鉴与参考。     

CRISPR/Cas9基因编辑技术在糖尿病细胞治疗中的应用研究进展

近几年来,基因编辑技术快速发展,为在特定位置精确操控基因组提供了一个有效而精确的工具。CRISPR/Cas9系统是一种新型的基因编辑工具,可实现对人类基因组的高精度修饰,是疾病建模和治疗的可行选择。随着CRISPR/Cas9系统技术的广泛应用,在糖尿病领域有不少相关研究出现。该文从干细胞分化为β细胞、基因编辑重编程为β细胞以及修饰基因三个方面总结了CRISPR/Cas9技术在糖尿病治疗中的应用。     

CHO细胞基因组NW-003614092.1内稳定表达位点的发现*

目的:获得中国仓鼠卵巢细胞(Chinese hamster ovary cells,CHO)内稳定表达位点信息,为构建重组蛋白CHO稳定表达株、缩短研发时间线提供信息明确的稳定位点。方法:对慢病毒随机整合Zsgreen1基因的具有潜在稳定表达位点的CHO-K1-1d2细胞株进行连续传代培养,验证表达稳定性;通过染色体步移分析慢病毒载体整合位点,并利用CRISPR/Cas9技术验证位点的可编辑性。结果:CHO-K1-1d2细胞在连续贴壁培养20代、悬浮培养50代过程中,能够100 %发绿色荧光,且荧光强度稳定,能够稳定表达Zsgreen1蛋白;染色体步移分析测序结果表明,CHO-K1-1d2细胞中慢病毒载体整合于CHO细胞基因组NW-003614092.1上第1 159 463与1 159 467碱基间;共转染sgRNA与Cas9质粒后,测序结果表明,该位点可被CRISPR/Cas9技术编辑。结论:CHO细胞基因组NW-003614092.1内存在一个信息明确的、能够被CRISPR/Cas9技术编辑的稳定表达位点。     

CRISPR/Cas9切割痘病毒DNA抑制病毒复制

当前,CRISPR/Cas9系统靶向痘苗病毒的相关研究鲜有报道。该文采用了CRISPR/Cas9基因组定点编辑技术,以痘病毒为研究对象。在重组痘病毒WR-EGFP中针对EGFP基因序列设计不同靶点g RNAs,转染Cas9/g RNA质粒,同时感染WR-EGFP痘病毒,随后观察EGFP荧光表达、提取病毒基因组,通过PCR进行切口鉴定并运用错配酶切法验证CRISPR/Cas9对痘病毒靶点DNA切割的切口修复情况。与单独感染WR-EGFP组相比,转染了Cas9/g RNA174和Cas9/g RNA175质粒的EGFP荧光强度明显降低,表明CRISPR/Cas9抑制WR-EGFP病毒中EGFP基因的表达。相对定量PCR及错配酶切实验结果显示,CRISPR/Cas9切割靶点导致WR-EGFP病毒基因组产生了切口,并且存在DNA错配修复现象。最后,通过结晶紫染色法测定痘病毒的滴度,结果显示,经CRISPR/Cas9处理组的痘病毒滴度显著下降,即CRISPR/Cas9能够使痘病毒的复制能力显著地降低。综上所述,CRISPR/Cas9切割痘病毒基因组DNA并且抑制痘病毒复制。     

基因组编辑对酿酒酵母DNA的损伤作用及修复响应

【目的】为了研究基因组编辑工具CRISPR/Cas9和CRISPR/Cpf1所产生的DNA双链断裂(DNA doublestrandbreak,DSB)对酿酒酵母DNA的损伤作用及修复响应情况,对比化学物质甲基磺酸甲酯(methyl methanesulfonate,MMS)对酿酒酵母基因组DNA的损伤和修复,阐明编辑细胞在细胞水平和转录水平上的变化。【方法】起始细胞分为两种情况,包括未进行细胞周期同步化和被α-因子同步化细胞周期至G0/G1期。检测CRISPR/Cas9和CRISPR/Cpf1处理后编辑细胞的生长情况。利用流式细胞术检测编辑细胞的细胞周期延滞的情况。利用荧光定量PCR检测编辑细胞和MMS处理细胞后DNA损伤响应关键基因转录表达水平的变化情况。【结果】起始细胞无论是未同步化还是同步化,其生长均受到基因组编辑抑制,细胞存活率降低,细胞周期被滞留在G2/M期,而MMS处理导致细胞周期S期的滞留。此外,随编辑时间的延长,突变率增加,细胞存活率降低。CRISPR/Cpf1编辑细胞的突变率和存活率均低于CRISPR/Cas9,由此可见,CRISPR/Cpf1对细胞的损伤强度高于CRISPR/Cas9。两种编辑均诱导酵母DNA损伤响应关键基因RNR3及HUG1转录水平显著上调,并且CRISPR/Cpf1介导的上调幅度大于CRISPR/Cas9,但两者均低于MMS的处理。【结论】本研究解析了CRISPR/Cas9和CRISPR/Cpf1介导的基因组编辑在细胞水平和转录水平上对DNA损伤作用及修复响应,初步揭示了酿酒酵母应对不同类型的DSB损伤时响应程度的差异,为提高基因组编辑工具的编辑能力和评估基因编辑安全性提供了重要依据。     

CRISPR/Cas9介导的CD34报告基因293AD细胞系的构建

CRISPR/Cas9技术作为一项新起的基因工程技术,在细胞及动物模型基因的编辑修饰中起着越来越重要的角色。CRISPR相关Cas9核酸酶可在特殊设定的单一导向RNA(single guide RNA,sg RNA)的引导下造成基因组DNA双链断裂(DSBs),从而引起同源重组修复(HDR)。利用这种特性,我们构建出了带有CD34-GFP报告基因的293AD细胞系。根据CD34基因组序列,我们设计出了针对CD34基因特异性的单向导向RNA(sg RNA)和带有CD34-GFP报告基因的外源性同源序列。在与Cas9共转染之后,利用嘌呤霉素筛选出基因组DNA中插入有CD34-GFP报告基因的293AD细胞。之后我们对筛选出的293AD细胞进行单细胞分选,并利用PCR扩增对CD34绿色荧光报告基因的插入进行了验证。最后,我们将PCR扩增结果阳性的单克隆293AD细胞系的基因组进行DNA测序。DNA测序结果显示,分选出来的细胞基因组里确实包含有CD34-GFP报告基因。最终,我们成功利用CRISPR/Cas9系统构建出了绿色荧光标记的CD34报告基因293AD细胞系,为后续人体细胞诱导去分化成造血干细胞提供了有利的工具。     

利用CRISPR/Cas9技术构建PERV敲除的PK15细胞系

[目的]利用CRISPR/Cas9技术对猪内源性逆转录病毒(PERV)进行编码区的大片段敲除,获得PERV敲除的阳性PK15单克隆细胞系。[方法]通过对巴马小型猪基因组进行高通量测序,获得PERV高度保守序列,再根据CRISPR/Cas9的构建原理,设计2个gRNA,并将其同时整合入含有PB转座子的可表达Cas9蛋白的载体中,即PB-CAG-2×gRNA-Cas9载体。然后以电转方式将打靶载体转入PK15细胞中,并通过药物(G418)筛选方法筛出单细胞克隆。通过PCR鉴定,挑出阳性克隆,并将其传代扩大获得细胞系。[结果]酶切、测序验证了载体PB-CAG-2×gRNA-Cas9的正确性,PCR结果显示7株单克隆细胞系均有约3600bp的PERV大片段敲除。[结论]构建了PERV敲除的基因打靶载体PB-CAG-2×gRNA-Cas9,并利用该载体成功打靶获得了7株PERV大片段敲除的PK15细胞系。     

CRISPR/Cas9系统在植物基因组编辑中技术改进与创新的研究进展

CRISPR/Cas9基因组编辑技术是一项对基因组进行精准修饰的技术,可实现对靶标基因的碱基插入、缺失或DNA片段替换。随着人们对CRISPR/Cas9系统的了解逐渐加深,其在科研、农业和医疗等领域的应用也越来越广泛。该文简要介绍了CRISPR/Cas9基因组编辑技术的发展以及工作原理,总结了近几年对该技术进行优化与改进的研究进展,包括基因组编辑效率的提升、基因组编辑范围的扩展、单碱基精准编辑以及多基因同时编辑、基因组编辑安全性的提升以及基因片段替换与基因靶向转录调控,以期为深入开展这一领域的研究提供参考。     

CRISPR/Cas9系统在昆虫中的应用

CRISPR/Cas9(clustered regularly interspaced short palindromic repeat/CRISPR-associated nuclease 9)技术是一种RNA引导的基因组靶向编辑技术,能对基因组序列进行精确编辑,在探究基因功能、修复受损基因、沉默有害基因、改良品质性状等方面具有广阔的应用前景。近年来,随着对CRISPR/Cas9系统研究的不断深入和改造,该系统以其操作简易、省时、高效等优点在生物学研究的众多领域中得以推广和应用,特别是在果蝇(Bombyx mori)、家蚕(silkworm)、埃及伊蚊(Aedes aegypti)和蝴蝶(butterfly)等多种昆虫中。本文概述了CRISPR/Cas9的结构、作用原理及发展优化,总结了CRISPR/Cas9导入昆虫的策略和在昆虫中的应用,以及对CRISPR/Cas9系统产生脱靶问题的应对策略,以期对经济昆虫和有益昆虫的分子育种、害虫的生物技术防控等研究提供参考。     

CRISPR/Cas9系统在植物基因组编辑中技术改进与创新的研究进展

CRISPR/Cas9基因组编辑技术是一项对基因组进行精准修饰的技术, 可实现对靶标基因的碱基插入、缺失或DNA片段替换。随着人们对CRISPR/Cas9系统的了解逐渐加深, 其在科研、农业和医疗等领域的应用也越来越广泛。该文简要介绍了CRISPR/Cas9基因组编辑技术的发展以及工作原理, 总结了近几年对该技术进行优化与改进的研究进展, 包括基因组编辑效率的提升、基因组编辑范围的扩展、单碱基精准编辑以及多基因同时编辑、基因组编辑安全性的提升以及基因片段替换与基因靶向转录调控, 以期为深入开展这一领域的研究提供参考。     

CRISPR/Cas9基因组编辑技术在番茄中的应用现状及展望北大核心CSCD

CRISPR/Cas9技术是一种能够快速对基因组靶位点进行特定DNA修饰的编辑工具。该文对近年来国内外有关CRISPR/Cas9技术在改善番茄农艺性状及提高生物、非生物胁迫抗性方面的研究进展进行综述,并集中讨论了CRISPR/Cas9面临的一些问题,为该基因编辑技术在番茄的种质创新及基因功能研究方面的应用提供参考。     

CRISPR/Cas9系统在培育抗病毒植物新种质中的应用

随着CRISPR/Cas9系统在基因组编辑技术上的开发和完善,CRISPR/Cas9系统在应用于动物病毒感染性疾病防治并取得相当成效的同时,也逐步被应用到对植物病毒基因组进行高效靶向修饰的研究中。CRISPR/Cas9系统对基因组靶向修饰作用不仅实现了对植物DNA病毒基因组序列的编辑,还展示了其有效作用于植物RNA病毒基因组的潜力,同时CRISPR/Cas9系统还能在基因转录和转录后调控水平发挥作用,说明该系统具有通过多种途径调控植物病毒复制的潜能。相对其他植物病毒病防治策略,该系统对病毒基因组的编辑更精准、对基因表达的调控更稳定,对病毒病的抗性也更为广谱。本文将CRISPR/Cas9系统与其他植物病毒病防治策略进行了比较,概述了该系统在培育植物抗病毒病新种质中的优势,分析了其具体应用在该领域中面临的主要问题,讨论了该系统在培育抗病毒植物新种质应用中的发展趋势。     

金针菇G蛋白偶联受体基因的CRISPR/Cas9基因组编辑载体构建及转化研究

通过氨基酸同源比对（Blast P）以及金针菇冷诱导前后菌丝阶段和原基阶段的转录组数据分析,获得了金针菇中的两个假定G蛋白偶联受体基因Fvgpcr1、Fvgpcr2。对获得的金针菇假定G蛋白偶联受体基因Fvgpcr1、Fvgpcr2构建了基因组编辑（CRISPR/Cas9）的pCAMBIA0390-hph-Fvcas9-Fvgpcr1- sgRNA1/sgRNA2、pCAMBIA0390-hph-Fvcas9-Fvgpcr2-sgRNA1/sgRNA2等4个表达载体。通过农杆菌介导（ATMT）将表达载体pCAMBIA0390-hph-Fvcas9-Fvgpcr-sgRNA转化金针菇菌丝体,采用潮霉素和头孢毒素低浓度初筛和高浓度复筛,经两段筛选获得金针菇拟转化子。经对拟转化子进行PCR鉴定、RT-qPCR检测和Western杂交验证,结果显示表达载体pCAMBIA0390-hph-Fvcas9-Fvgpcr-sgRNA成功整合进金针菇基因组中,FvCas9蛋白正常表达,但未得到Fvgpcr基因敲除突变体。本研究利用农杆菌介导转化法在金针菇中构建了CRISPR/Cas9敲除体系,对后续目标基因的敲除有着重要意义。     

利用CRISPR/Cas9技术对人多能干细胞进行高效基因组编辑

CRISPR/Cas9技术提供了一个全新的基因组编辑体系。本文利用CRISPR/Cas9平台,在人胚胎干细胞株中对选取的一段特定基因组区域进行了多种基因组编辑：通过在基因编码框中引入移码突变进行基因敲除;通过单链DNA提供外源模板经由同源重组定点敲入FLAG序列;通过同时靶向多个位点诱导基因组大片段删除。研究结果表明CRISPR/Cas9可以对多能干细胞进行高效基因编辑,获得的突变干细胞株有助于对基因和基因组区域的功能进行分析和干细胞疾病模型的建立。     

CRISPR/Cas基因编辑系统研究进展

规律性成簇间隔的短回文重复序列(clustered regularly interspaced short palindromic repeats, CRISPR)的发现和工程技术对生命科学的发展带来巨大的推动作用。RNA引导的Cas(CRISPR-associated)酶已被用作操纵细胞、动物和植物基因组的工具。这加速了基础研究的步伐,并使其在临床和农业上的应用成为可能。CRISPR/Cas9对在实验系统中进行的功能基因组学的研究有重大影响。CRISPR/Cas9系统自发现以来,因其操作便捷、成本低、特异性高、可同时打靶任意数量基因等优点而被广泛应用。经过近几年研究发现,Cas9变异体(Cas12a、Cas13)有利于突破和克服CRISPR/Cas9应用中的一些限制,Cas12a极大地扩展了基因编辑靶位点的选择范围,同时其介导的多基因编辑具有明显的优势;Cas13等蛋白能特异性结合和编辑RNA,开启了转录组研究的新篇章。本文主要就CRISPR/Cas的研究背景以及Cas9、Cas12a和Cas13系统研究进展和应用进行综述,并对其应用前景和发展方向进行了展望。     

浅析CRISPR/CAS系统诱导的哺乳动物细胞基因组突变及相关检测方法比较

目的:浅析CRISPR/CAS系统诱导的哺乳动物细胞基因组突变,并比较相关检测方法的效果。方法:使用Cas9系统,在人293T细胞的打靶载体构建基础上,对相关基因实行定点的敲除,并使用Surveyor检测法、AFLP检测法以及HRM检测法检测打靶效率。结果:CRISPR/CAS系统诱导的哺乳动物细胞基因组突变率为40%。另外,在三种检测方法中以HRM检测最佳,Surveyor检测次之,而AFLP检测最差。上述两两间具有统计学意义(P0.05)。结论:CRISPR/CAS系统具有显著打靶效果,且操作比较简单,同时该系统识别效率比较高。HRM具有很高的检测效率,是一种良好的突变检测方法。     

针对Fbxl5基因关键结构域F-box的Crispr/Cas9打靶有效性分析

为了在动物体内研究Fbxl5基因是通过什么机制导致斑马鱼心脏出现突变表型,本文利用近几年兴起的CRISPR/Cas9打靶技术建立斑马鱼Fbxl5基因敲除品系。本文将打靶位点定位于Fbxl5的F-box结构域,也就是Fbxl5的第五号外显子上。首先经过基因打靶网站分析筛选出针对Fbxl5基因F-box结构域最适合的打靶位点,扩增出Fbxl5基因CRISPR/Cas9打靶双链DNA,并转录为RNA,与Hcas9共注射至斑马鱼胚胎。最后,在注射48 h后对Fbxl5基因CRISPR/Cas9打靶的有效性进行检测。首先在注射48 h之后收集胚胎提取基因组DNA,用特异性引物进行PCR扩增;将纯化后的Fbxl5基因PCR产物连接到p MD18-T载体,再经质粒提取,测序分析,通过与WT斑马鱼基因组序列进行比对发现Fbxl5-9号在PAM序列AGG下游缺失了4个碱基。证明该CRISPR/Cas9系统在敲除心脏发育候选基因Fbxl5是有效的,该研究为最终获得Fbxl5基因敲除斑马鱼奠定了良好的基础。