甘肃贝母离体小鳞茎直接发生途径的研究

目的：建立甘肃贝母组织培养小鳞茎的直接发生技术体系。方法：采用单因子试验设计，筛选适宜甘肃贝母组织培养的外植体及灭菌方法，探究外植体种类、茎段大小、培养温度、激素组合、培养方式等对小鳞茎诱导和增殖的影响。结果：休眠芽的最佳灭菌方式为75%乙醇灭菌30 s,0.1%升汞灭菌1 min，无菌水冲洗3～5次。休眠芽为外植体时培养效果最好，其次为茎段和小鳞叶，叶片效果较差。茎段大小对甘肃贝母组培小鳞茎诱导影响不大。固体培养基更适宜直接诱导小鳞茎，培养基配方为：1/2 MS+6-BA 0.5 mg/L+NAA 0.1 mg/L或1/2 MS+6-BA 1.0 mg/L+NAA 1.0 mg/L，蔗糖3%、琼脂0.7%,pH 5.8。一定的变温培养有利于其鳞茎增殖。适宜的生根培养基为1/2 MS+NAA 0.1 mg/L+IAA 0.5 mg/L+1.5%蔗糖+0.7%琼脂，pH 5.8。结论：建立了甘肃贝母离体培养小鳞茎直接发生技术体系，可为甘肃贝母种质保存及工厂化育苗提供技术支撑。     

苹果优良品种的离体培养及快速繁殖

以苹果(Malus pumila)品种是北斗、乔纳金、秋伏1号的茎尖为材料。诱导分化及继代增 殖培养基如下:(1)MS BA 1mg/L(单位下同);→(2)MS BA 0.5;(3)MS BA 1 IAA 0.1;→(4)MS BA 0.5 IAA 0.2,附加蔗糖3%,LH300,琼脂0.5%。生根培养基为:(5)1/3MS NAA 0.1;(6)1/3MS IAA 0.3 IB(?) 0.5;(7)1/3MS IAA 1 IBA 0.1;(8)1/3MS IAA 0.1 IBA 0.1 NAA 0.05;(9)IAA 1.5 NAA 0.1。附加 CH100,蔗糖1.5%,琼脂用量为0.45%。以上培养基 pH     

虎杖的茎段培养

植物名称:虎杖(Polygonum cuspidatum)。材料类别:多年生植株当年抽出的嫩茎。培养条件:以MS为基本培养基。生芽培养基为:MS+6BA1.5mg/L(单位下同)+NAA0.05。生根培养基为:(1)1/2MS;(2)1/2MS+NAA0.5～7.5+KT0.5;(3)1/2MS+IAA0.2～2.0+BA0.1。蔗糖浓度为3％,琼脂为0.6％,培养基pH值为5.8,培养温度为25士2℃,每日光照10小时,光照度1000～2000Ix。生长及分化情况:取带节外植体消毒后切成长0.5～1.0cm的切段,按极性生长方向插入住芽培养基上,使腋芽刚好接触培养基。外植体接种10天后,腋芽即开始萌动生长;同时,与培养基接触的基部茎     

中粒种咖啡花药培养成完整植株

1 植物名称中粒种咖啡(coffea robusta)。 2 材料类别花药。 3 培养条件基本培养基为MS,(1)诱导愈伤组织培养基附加KT0.8 mg/L(单位下同)、2,4-D 0.8、NAA1、蔗糖5％、琼脂0.5％,pH 5.8。(2)诱导胚状体培养基附加BA 2、KT 0.5、NAA 0.2、CH 500、蔗糖3％、琼脂0.6％,pH 5.8。(3)胚状体分化成苗培养基为3/4MS附加BA0.5、NAA0.8、GA0.1、活性炭0.1％、蔗糖2.5％、琼脂0.7％,pH 5.8。培养温度25     

合果芋的组织培养和快速繁殖

植物名称:合果芋(Syngonium podophyllum)。材料类别:两年生带节茎段。培养条件:芽分化培养基 MS+BA 0.5～1.0 mg/L(单位下同)+IAA 0.1～0.5;丛生芽增殖培养基 MS+BA 1.0～2.0+IAA 0.1～0.2;诱导生根培养基 MS+NAA 0.5,蔗糖3％,琼脂0.8％,pH5.6,培养温度25～28℃,每日光照14小时,光照度2000lx左右。     

女神白掌的组织培养和快速繁殖

1植物名称 女神白掌(Spathiphyllum CV"Nushui") 2材料类别 小苗茎段刚展开幼叶 3培养条件 以MS为基本培养基①诱导分化培养基MS+BA1-2mg/L(单位下同);②丛生芽增殖继代培养基MS+BA2-3+NA0.05-0.2;③生根培养基1/2MS+IBA0.1+NAA0.2,以上培养基均添加2.5%蔗糖,0.6%琼脂,培养基pH值5.8,培养温度(25±2℃),光照度2000Lx,光照时间12h/d.     

风铃草的组织培养

植物名称:风铃草(Campanulaefragilis)。材料类别:叶片。培养条件:培养基为(1)MS+BA2.0mg/L(单位下同)+NAA0.05;(2)MS+BA1.0+NAA2.0;(3)MS+BA1.0+NAA0.1;(4)MS+NAA0.05;(5)MS+BA0.5+NAA0.05。每日光照12小时,光照度2000lx,培养温度18～25℃,蔗糖3％,琼脂0.55％,pH值5.8。生长与分化情况:嫩叶片经常规方法灭菌后,     

红掌的离体组织培养与快速繁殖

本研究从红掌组培的实用化生产出发,在不同激素成份及浓度水平下,以MS为基本培养基,红掌的叶片或叶柄为外植体进行组培快繁试验。实验结果表明:MS+6-BA1mg/L+2.4-D0.1mg/L为最佳诱导培养基,诱导率可达89%以上,红掌的叶片诱导效果比叶柄较为理想。最适分化培养基为:MS+BA1.5mg/L+NAA0.1mg/L,其分化率为93%;继代增殖培养基为MS+6-BA2mg/L+NAA0.2mg/L,增殖系数达7.1;适合生根诱导培养基为l/2MS+NAA0.2mg/L,生根率达96.5%以上。生根苗田间移栽后成活率可达95%以上。     

龟背竹的组织培养快速繁殖

植物名称:龟背竹(Monstera deliciosa)材料类别:茎尖及腋芽。培养条件:茎尖及腋芽切下后用0.1％HgCl_2消毒8～10 min,然后用无菌水冲洗4～5次,在无菌条件下剥去外层芽苞接种到附加有BA2mg/L和IAA1mg/L的固体MS培养基上培养。生根培养基用1/2MS附加NAA0.5mg/L,活性炭0.2％。培养基均用糖30g/L,琼脂5.5g/L,pH5.8～6.0;     

鹿角蕨的组织培养

植物名称:鹿角蕨(Platycerium bifurcatum)。材料类别:幼叶。培养条件:以MS为主要培养基。诱导分化培养基:(1) MS+BA 0.1～1mg/L(单位下同)+IBA0.5～1+IAA 0.5～1;(2) 1/2MS+IAA1+GA 0.1;(3) 1/2MS+IBA 0.5～1+IAA 0.5～1;(4) MS+IAA 1～3。培养基加琼脂0.70％固化,pH5.6～5.8。切取由圆肾形假叶中央长出的幼嫩真叶,经常     

马可波罗百合的组织培养和离体快繁

以马可波罗百合的鳞片、茎段和茎尖为外植体 ,成功建立了快速无性繁殖系。诱导鳞片产生丛芽的最佳培养基为 :MS +0 .3～ 0 .8mg/LBA +0 .0 5mg/LNAA ;茎尖的最佳诱导培养基为 :MS +2mg/LBA +0 .0 5mg/LNAA ;茎段的最佳诱导培养基为 :MS +0 .8mg/LBA +0 .1mg/LNAA。丛芽增殖培养基 :MS +0 .2mg/LBA +0 .1mg/LNAA和MS +0 .2mg/LBA +0 .1mg/LIAA。生根诱导最佳培养基为 1 /2MS +0 .2mg/LKT +0 .0 5～ 0 .5mg/LNAA。     

海石竹的离体快繁及核型分析

以海石竹 (Armeriamaritima)的叶片为外植体 ,经离体培养诱导产生愈伤组织 ,再分化形成不定芽 ,并经过继代增殖和壮苗生根 ,获得完整的再生植株 ,最后对其再生植株进行核型分析。结果表明 ,海石竹叶片的愈伤组织诱导和分化的适宜培养基为MS +BA 1 .0mg/L +NAA 0 .2mg/L ,诱导初期进行 7d暗培养 ,最佳增殖培养基为MS+BA 1 .0mg/L +NAA 0 .1mg/L ,生根培养基为MS+NAA 0 .2mg/L。以上培养基均含蔗糖3 0 g/L ,琼脂 5g/L ,pH 5 .8。海石竹的核型公式为 2n=2x=1 8=1 0m +8sm ,存在染色体数目变异的现象。     

胡杨遗传转化体系的建立及抗生素浓度的优化

探讨了不同激素浓度对胡杨叶片分化以及卡那霉素、G418、羧苄青霉素和头孢霉素4种抗生素对胡杨不同培养阶段外植体生长、分化或生根的影响,确定了由农杆菌介导的胡杨遗传转化研究中抗生素种类和转化体的筛选浓度,建立了适于胡杨叶片转化的遗传转化体系。结果表明:胡杨叶片再生的最佳培养基为MS+BA0.5mg/L+NAA0.1～0.2mg/L+白砂糖25g/L+琼脂5g/L;在叶片转化筛选阶段,卡那霉素和G418的适宜浓度分别为10mg/L和7.5mg/L,羧苄青霉素和头孢霉素的适宜浓度为200～600mg/L和200～400mg/L;在抗性芽生根培养时,卡那霉素和G418分别为15～20mg/L和10～15mg/L,羧苄青霉素和头孢霉素为200～800mg/L和200～600mg/L。     

啤酒花茎段培养及快速繁殖技术研究

以啤酒花的幼嫩茎段作为外植体,研究出理想的一次性成苗培养基：ＭＳ＋６－ＢＡ０．０１ｍｇ／Ｌ＋ＩＡＡ０．１ｍｇ／Ｌ＋琼脂６．５ｇ／Ｌ＋葡萄糖２％。试管苗月增殖率４．２,生根率１００％,成苗率９０％。采用试管苗微扦插的方式进行快速繁殖,经锻炼后直接移入经改造后的土壤中,移栽成活率达９３．８％。     

四倍体稗草的组织培养与快速繁殖

以筛选得到的四倍体稗草成熟胚作为外植体,进行了组织培养与快速繁殖技术的研究。结果表明:最佳外植体消毒方式为70%乙醇浸泡30 s+0.1%(w/v)的升汞消毒15 min。最佳诱导培养基为MS盐、DL维生素+2.5 mg/L 2,4-D+300 mg/L谷氨酰胺+500 mg/L脯氨酸+3%麦芽糖。将愈伤组织转入分化培养基(MS+50 mg/L肌醇+1.0 mg/L 6-BA+0.2 mg/L KT+0.5 mg/L NAA+0.25 mg/L IAA+3%麦芽糖)上,培养20 d后超过70%的愈伤组织分化成苗。将3-5 cm长的分化苗转入1/2 MS生根培养基进行生根培养。炼苗后,移入营养土与珍珠岩(2∶1)的基质中,移栽成活率高达90%以上。该体系的建立为稗草抗除草剂基因的功能验证提供了前提条件。     

培养因子对艾西丝南瓜芽增殖及不定根形成的影响

以艾西丝南瓜带芽茎段为外植体,研究了基本培养基、激素、糖、光照、培养基支持物等因子对芽增殖及不定根形成的影响。结果表明：艾西丝南瓜芽增殖的最佳培养条件为：MS+BA 0.5～1.0 mg/L+IAA 0.1～0.5 mg/L+食用白糖30 g/L,芽的月[KG(*9]增殖系数稳定在10左右;不定根诱导的适宜条件是：[KG)]1/2MS＋食用白糖20 g/L,生根率达86%;且自然散射光条件(1000～5000Lx)优于灯光(1000～2000Lx);以脱脂棉作生根培养基支持物效果优于琼脂,其芽增殖系数和生根率分别提高26%和7%。     

极东锦鸡儿幼胚子叶的体细胞胚胎发生和植株再生

以极东锦鸡儿未成熟合子胚子叶为外植体进行其体细胞胚胎发生和植株再生研究。在添加不同BA与NAA或2,4-D,外加500mg·L~（-1）水解酪蛋白、30g·L~（-1）蔗糖和8g·L~（-1）琼脂的MS培养基上诱导产生了体细胞胚。在5mg·L~（-1）NAA＋5mg·L~（-1）BA和5mg·L~（-1）2,4-D＋1mg·L~（-1）BA处理中体胚诱导率分别为14%和10%;NAA处理每外植体上诱导出的体胚数量最多为4.3个,而2,4-D为10.5个。体细胞胚经成熟培养后,在添加0.01mg·L~（-1）NAA、20g·L~（-1）蔗糖和6g·L~（-1）琼脂的MS培养基上萌发率达到58.94%。萌发的体胚在MS培养基上长成正常小植株,再生率为87%。经炼苗后的体胚苗移植到草炭土：蛭石：珍珠岩=5：4：1（V/V/V）的栽培基质中,可以正常生长,移栽成活率为40%。     

香附子块茎试管苗繁殖

以香附子块茎为材料,用组织培养的方法,进行试管苗繁殖研究。结果表明,1/3MS+炉灰渣培养基是块茎生长芽培养的适宜培养基;1/2MS+ZT 0.6 mg/L+NAA 0.1 mg/L是生长芽分化和继代分化繁殖培养的适宜培养基;1/2MS+ABT 2号6 mg/L+IAA 0.4 mg/L是生根和试管苗微型块茎培养的适宜培养基。培养30 d试管苗移栽成活率96%;培养60 d试管苗移栽成活率89.7%;种植的块茎发芽率99.8%;试管苗和微型块茎定植的成活率在99%以上;定植试管苗保持了香附子的植物学特征。     

Plant Regeneration from Protoplasts of Coriandrum sativum

Calli produced from stem segments of seedling of Coriandrum satwum which were cultured on MS agar medium containing NAA 1.0mg/L. The embryogenic cell colony suspension was estabilished on MS liquid medium containing NAA 1.0mg/L%2,4-D 0.2mg/L+BA 0.5 mg/L. The cell suspension culture was used for protoplast preparation. Protoplasts were obtained in the enzyme mixture containing 2.0% Onozuka R-10, 1.0% pectinase, 0.5% snailase, 0.5% dextran sulfate potassium Salt, 0.6mol/L mannital CPW solution at pH 5.8 and 25℃. Cultured in a KM8P liquid medium containing NAA 1.0mg/L+2,4-D 0.2mg/L+6-BA 0.5 mg/L, glucose 0.4mol/L and CM 20mi/L; the protoplasts entered the stage of derision after three days, cell clusters formed in 10 days and calli formed after about 50 days. When the calli were transferred to MS agar medium containing many growth substances, they differentiated into embryoids, and then developed into plantlet with many green leaves and roots on the 1/2 MS agar medium.