BE3型胞嘧啶碱基编辑器在谷氨酸棒杆菌中的开发及应用

碱基编辑技术结合了CRISPR/Cas系统的靶向特异性与碱基脱氨酶的催化活性,因其不产生双链DNA断裂、不需要外源DNA模板、不依赖同源重组修复,自开发以来,便受到研究者的追捧,在哺乳动物细胞、植物、微生物等领域相继得到开发与应用。为了进一步丰富碱基编辑系统在谷氨酸棒杆菌中的应用,将鼠源胞嘧啶脱氨酶(rAPOBEC1)与nCas9蛋白融合,实现了在谷氨酸棒杆菌中C到T的编辑,编辑比例较低(0-20%);在上述融合蛋白C端添加UGI蛋白,构建BE3型胞嘧啶碱基编辑器,抑制体内的DNA碱基切除修复机制,显著的提高了碱基编辑效率,使得C到T的碱基编辑效率高达90%;为了简化操作,将双质粒碱基编辑系统优化为单质粒碱基编辑系统,并显著提高转化效率;最后通过单质粒碱基编辑系统对基因组中其他位点的编辑测试,进一步证明了BE3型碱基编辑器在谷氨酸棒杆菌中的高效性,同时发现该碱基编辑器具有较宽的编辑窗口(PAM上游-11到-19位),有助于覆盖更多的基因组靶标位点,为谷氨酸棒杆菌的基因组改造提供了更多的工具选择。     

谷氨酸棒杆菌中基于CRISPR/Cas9的多位点碱基编辑系统的优化

作为新型的基因组编辑工具,碱基编辑技术结合了CRISPR/Cas系统的定位功能和碱基脱氨酶的编辑功能,可实现特定位点的碱基突变,具有不产生双链DNA断裂,无需外源模板且不依赖染色体DNA同源重组的优势。目前,研究者们已在重要的工业生产菌株谷氨酸棒杆菌(Corynebacterium glutamicum)中开发了多种碱基编辑工具,并实现了两基因和三基因的同时编辑。文中针对谷氨酸棒杆菌中基于CRISPR/Cas9的多位点碱基编辑系统中存在的不足(多重sgRNA结构烦琐、重复序列干扰、更换靶点困难等),采用多种策略进行优化,并比较碱基编辑效率:首先优化基于单独启动子/终止子的多重sgRNA表达框,通过构建框架质粒,并结合Golden Gate连接方法,加速靶点更换,避免重复序列干扰,虽然该方法 sgRNA结构烦琐,但编辑效率最高;同时,开发基于Type ⅡCRISPR crRNA阵列、tRNA加工的多重gRNA表达框,这两种形式均只需要一个启动子和一个终止子序列,极大地简化了表达框结构,虽然编辑效率均出现下降,但仍具有一定的实用性。该研究丰富了谷氨酸棒杆菌的基因组编辑工具,为该菌株的遗传改...     

谷氨酸棒杆菌的代谢工程使能技术研究进展

谷氨酸棒杆菌Corynebacterium glutamicum是重要的工业微生物,尤其是在氨基酸工业中,每年用于600余万t氨基酸的生物制造。近年来,谷氨酸棒杆菌代谢工程使能技术正在不断完善,不仅加快了细胞工厂的创建和优化,拓展了底物谱和产物谱,也推动了谷氨酸棒杆菌的基础研究,使谷氨酸棒杆菌成为代谢工程的理想底盘细胞。文中综述了近期针对谷氨酸棒杆菌开发的代谢工程使能技术,着重介绍了基于CRISPR的基因组编辑、基因表达调控、适应性进化和生物传感器等技术的开发和应用。     

谷氨酸棒杆菌中胞嘧啶碱基编辑工具的PAM拓展

碱基编辑是一种新兴的基因组编辑技术，具有不产生双键断裂、不依赖同源重组且不需要添加外源模板的优势，在真核及原核生物中得到了广泛的开发与应用。为了进一步扩展碱基编辑技术在谷氨酸棒杆菌中的基因组覆盖范围，本研究将3种PAM限制较为宽松的新型Cas9突变体应用于胞嘧啶碱基编辑工具中，分别为近乎PAMless的SpRY突变体（NRN>NYN PAM）、SpG突变体（NGN PAM），以及ScCas9++蛋白（NNG PAM），实现对碱基编辑工具的PAM拓展。结合SpRY突变体的碱基编辑系统展示出了更宽松的PAM识别，除对CAT、CAC、TAA PAM的位点完全没有编辑外，对其他NRN种类的PAM位点均出现了不同程度的识别，但整体编辑效率低，难以推广应用；结合SpG突变体的碱基编辑系统可实现对所有NGN种类PAM位点的编辑，且编辑效率优于SpRY突变体，但对NGG PAM位点的编辑，相比原始Cas9蛋白，编辑效率下降9.3%-55.9%；结合ScCas9++蛋白的碱基编辑系统，除对TCG、CTG PAM的基因组位点没有编辑外，可实现对其他测试NNG PAM的基因组位点编辑，大部分位点基因组...     

谷氨酸棒杆菌基因编辑的研究进展

谷氨酸棒杆菌是生产氨基酸、有机酸等的重要菌株,广泛应用于食品、医药领域。利用基因编辑技术对谷氨酸棒杆菌进行基因功能研究,在提高目的产物产量、发现新的基因功能等方面有重要意义。近年来,基因编辑技术发展日新月异,从基于同源重组的传统基因编辑技术到以人工核酸酶介导的基因编辑均在谷氨酸棒杆菌中得到合理应用。其中,CRISPR技术以其快速、简便、编辑效率高等优点成为现阶段研究者用于改造谷氨酸棒杆菌的主要技术,但是更为简单、高效的编辑手段依旧需要进一步研究开发,以获得优良菌株应用于工业生产中。     

工业谷氨酸棒杆菌电转化整合效率的优化

研究不同因素对谷氨酸棒杆菌(Corynebacterium glutamicum)电转化效率的影响,探讨电转化的最适条件,提高电转化效率。以产L-异亮氨酸的谷氨酸棒杆菌工业菌株a11为受体菌,大肠杆菌(Escherichia coli)JM109及质粒pk18mobsac B为载体,通过电转化方法研究了菌体最佳感受态性能、复苏培养基高渗溶液浓度、最适电场强度及电击后的热激培养对电转化效率的影响。对于谷氨酸棒杆菌a11而言,使用无痕的自杀载体电击转化,在感受态细胞OD_(600 nm)值为1.0~1.2,电场强度达到9.0 kV/cm,电转后46℃热激培养8 min,而且热激后继续保持37℃的适应性培养,电转化效率最高,达到1.8×10~3cfu/μg DNA。实现了工业谷氨酸棒杆菌的电转化效率的提高,也为其它谷氨酸棒杆菌电转化效率的提高提供参考方法。     

陆生植物叶绿体RNA编辑进化分析

RNA编辑现象存在于除地钱外的所有陆生植物中。对非维管植物(角苔、苔藓)和维管植物(蕨类、双子叶植物)中1 514个C-U RNA编辑位点从氨基酸转移概率、密码子转移概率、编辑位点在密码子中的位置、编辑位点-1位置碱基出现频率以及编辑位点+1位置碱基出现频率5个方面进行分析发现,双子叶植物叶绿体RNA编辑在密码子转移方面与其他陆生植物类群存在显著差异。     

适用于异源DNA高效整合转化的谷氨酸棒杆菌电转化法

根据最近文献报道的方法,以基因组测序用典型菌株Corynebacterium glutamicum ATCC13032为宿主,采用E.coli-C.glutamicum穿梭质粒pC2以及可以整合到谷氨酸棒杆菌基因组DNA上的质粒pAK进行电转化条件优化的实验,建立了一种简便的,适用于异源DNA高效整合转化的谷氨酸棒杆菌电转化方法。建立的新方法与原方法相比,细胞预培养时间缩短4h,细胞培养时间缩短1d左右。细胞培养基被简化,不再需要添加进口生化试剂。转化率可达5.5×106cfu／μgDNA,是一种适用于异源DNA高效整合转化的谷氨酸棒杆菌电转化法。     

重组谷氨酸棒杆菌发酵L-苯丙氨酸培养基的优化

【目的】提高重组谷氨酸棒杆菌发酵L-苯丙氨酸(L-phenylalanine,L-Phe)的产量。【方法】使用正交试验设计以及响应面优化法分别对种子培养基及发酵培养基进行优化,确定了重组谷氨酸棒杆菌发酵L-Phe的最佳种子培养基及最佳发酵培养基。【结果】重组谷氨酸棒杆菌发酵L-Phe最佳种子培养基(g/L):葡萄糖25.0,玉米浆25.0,硫酸铵15.0,硫酸镁1.0,磷酸二氢钾2.0,尿素2.0,p H 6.8-7.0;最佳发酵培养基(g/L):葡萄糖110.0,玉米浆7.0,硫酸铵25.0,硫酸镁1.0,磷酸二氢钾1.0,柠檬酸钠2.0,谷氨酸1.0,碳酸钙25.0,p H 6.8-7.0;在最佳培养基条件下L-Phe产量最高达到9.14 g/L,较优化前的7.46 g/L提高了22.5%。【结论】通过正交试验和响应面分析对重组谷氨酸棒杆菌发酵L-Phe培养基进行优化,明显提高了L-Phe的产量,并确定了葡萄糖、玉米浆和硫酸铵为发酵培养基中影响L-Phe产量的3个关键因子。研究结果为L-Phe的发酵放大提供了依据。     

重组大肠杆菌共表达亮氨酸脱氢酶和甲酸脱氢酶发酵条件优化

在摇瓶中对共表达亮氨酸脱氢酶(Leu DH)和甲酸脱氢酶(FDH)的重组大肠杆菌(E.coli)的发酵条件进行优化。首先考察基础培养基中碳、氮源种类和浓度及初始p H等因素对重组大肠杆菌生长和产酶的影响,实验结果表明甘油和酵母膏为最佳碳源和氮源,最适质量浓度均为10 g/L,培养基最适初始p H为8.0。然后对诱导条件进行优化,确定最适的诱导时机为菌体密度(OD600)达到0.6时,最适的诱导温度、诱导剂IPTG浓度和诱导时间分别为25℃、0.2 mmol/L和20 h。在优化后的培养条件下,菌体密度(OD600)可达8.6,Leu DH和FDH酶比酶活分别达1 543.3和2 572.4 U/L,是优化前的2.0和3.1倍。     

Harnessing the native type I-B CRISPR-Cas for genome editing in a polyploid archaeon

Research on CRISPR-Cas (clustered regularly interspaced short palindromic repeats-CRISPR associated protein) systems has led to the revolutionary CRISPR/Cas9 genome editing technique. However, for most archaea and half of bacteria, exploitation of their native CRISPR-Cas machineries may be more straightforward and convenient. In this study, we harnessed the native type I-B CRISPR-Cas system for precise genome editing in the polyploid haloarchaeon Haloarcula hispanica. After testing different designs, the editing tool was optimized to be a single plasmid that carries both the self-targeting mini-CRISPR and a 600–800 bp donor. Significantly, chromosomal modifications, such as gene deletion, gene tagging or single nucleotide substitution, were precisely introduced into the vast majority of the transformants. Moreover, we showed that simultaneous editing of two genomic loci could also be readily achieved by one step. In summary, our data demonstrate that the haloarchaeal CRISPR-Cas system can be harnessed for genome editing in this polyploid archaeon, and highlight the convenience and efficiency of the native CRISPR-based genome editing strategy.     

Expanding the base editing scope in rice by using Cas9 variants

Base editing is a novel genome editing strategy that enables irreversible base conversion at target loci without the need for double stranded break induction or homology‐directed repair. Here, we developed new adenine and cytosine base editors with engineered SpCas9 and SaCas9 variants that substantially expand the targetable sites in the rice genome. These new base editors can edit endogenous genes in the rice genome with various efficiencies. Moreover, we show that adenine and cytosine base editing can be simultaneously executed in rice. The new base editors described here will be useful in rice functional genomics research and will advance precision molecular breeding in crops.     

基于CRISPR/Cas系统的DNA碱基编辑技术及其在生物医学和农业中的应用

近年来,基于成簇的规律间隔短回文重复序列及其相关系统(Clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated protein,CRISPR/Cas)的基因编辑技术飞速发展,该系统可以利用同源定向重组(Homology directed repair,HDR)来完成其介导的精准编辑,但效率极低,限制了其在农业和生物医学等领域上的推广应用。基于CRISPR/Cas系统的DNA碱基编辑技术作为一种新兴的基因组编辑技术,能在不产生双链断裂的情况下实现碱基的定向突变,相对于CRISPR/Cas介导的HDR编辑具有更高的编辑效率和特异性。目前,已开发出了可将C碱基突变为T碱基的胞嘧啶碱基编辑器(Cytidine base editors,CBE),将A碱基突变为G碱基的腺嘌呤碱基编辑器(Adenine base editors,ABE),以及可实现碱基任意变换和小片段精准插入和缺失的Prime编辑器(Prime editors,PE)。另外,能实现C到G颠换的糖基化酶碱基编辑器(Glycosylase base editors,GBE)以及能同时编辑A和C两种底物的双碱基编辑器也已被开发出来。文中主要综述了几种DNA碱基编辑器的开发历程、研究进展及各自优点和局限性;介绍了DNA碱基编辑技术在生物医学以及农业中的成功应用案例,以期为DNA碱基编辑器的进一步优化和选择应用提供借鉴。     

Front Cover Image,Volume 116, Number 11, November 2019

CRISPR/Cas9-guided cytidine deaminase enables C:G to T:A base editing in bacterial genome without introduction of lethal double-stranded DNA break, supplement of foreign DNA template, or dependence on inefficient homologous recombination. However, limited by genome-targeting scope, editing window, and base transition capability, the application of base editing in metabolic engineering has not been explored. Herein, four Cas9 variants accepting different protospacer adjacent motif (PAM) sequences were used to increase the genome-targeting scope of bacterial base editing. After a comprehensive evaluation, we demonstrated that PAM requirement of bacterial base editing can be relaxed from NGG to NG using the Cas9 variants, providing 3.9-fold more target loci for gene inactivation in Corynebacterium glutamicum. Truncated or extended guide RNAs were employed to expand the canonical 5-bp editing window to 7-bp. Bacterial adenine base editing was also achieved with Cas9 fused to adenosine deaminase. With these updates, base editing can serve as an enabling tool for fast metabolic engineering. To demonstrate its potential, base editing was used to deregulate feedback inhibition of aspartokinase via amino acid substitution for lysine overproduction. Finally, a user-friendly online tool named gBIG was provided for designing guide RNAs for base editing-mediated inactivation of given genes in any given sequenced genome ( www.ibiodesign.net/gBIG ).     

One‐step generation of triple knockout CHO cell lines using CRISPR/Cas9 and fluorescent enrichment

The CRISPR/Cas9 genome editing technology has previously been shown to be a highly efficient tool for generating gene disruptions in CHO cells. In this study we further demonstrate the applicability and efficiency of CRISPR/Cas9 genome editing by disrupting FUT8, BAK and BAX simultaneously in a multiplexing setup in CHO cells. To isolate Cas9‐expressing cells from transfected cell pools, GFP was linked to the Cas9 nuclease via a 2A peptide. With this method, the average indel frequencies generated at the three genomic loci were increased from 11% before enrichment to 68% after enrichment. Despite the high number of genome editing events in the enriched cell pools, no significant off‐target effects were observed from off‐target prediction followed by deep sequencing. Single cell sorting of enriched multiplexed cells and deep sequencing of 97 clones revealed the presence of four single, 23 double and 34 triple gene‐disrupted cell lines. Further characterization of selected potential triple knockout clones confirmed the removal of Bak and Bax protein and disrupted fucosylation activity as expected. The knockout cell lines showed improved resistance to apoptosis compared to wild‐type CHO‐S cells. Taken together, multiplexing with CRISPR/Cas9 can accelerate genome engineering efforts in CHO cells even further.     

基因组编辑产品的安全管理

基因组编辑技术是指利用特异性核酸酶的定点剪切活性与细胞内源DNA损伤修复活性,在基因组水平上对目的核酸序列或单个核苷酸进行定点修饰的基因工程技术,该技术可以对生物体基因组进行精确敲除、插入、单碱基突变或置换等编辑。目前,基因组编辑技术具有精确性、高效性及易操作性,应用范围日益扩大。文中简要概述了3种主要的基因组编辑技术工具及基因组编辑类型,介绍了美国、欧盟等国家和地区对基因组编辑产品的监管体制。同时,基于我国对转基因产品的安全管理原则与体系,初步提出了基因组编辑产品的安全管理思路。根据中间材料或产品中是否含有外源编辑酶蛋白基因成分对基因组编辑产品进行分类管理,含有外源编辑酶的材料应按现有转基因安全管理办法进行管理;中间材料或产品中不含有Cas9等编辑酶的材料应根据被编辑位点的特征进行具体分类管理。