利用CRISPR/Cas9核酸酶靶向细菌必需基因的特异性抗菌剂研究（英文）

CRISPR/Cas9核酸酶是一种高效和精确的基因组DNA编辑工具。目前,CRISPR/Cas9被开发成一种新型抗菌剂,通过靶向破坏目标基因,例如抗生素耐药基因来诱导细菌死亡。本研究利用CRISPR携带多靶点优势,同时靶向大肠杆菌必需基因gyrA、gyrB和folA,以达到杀菌作用。本设计针对3个内源基因的CRISPR系列载体,分别含有1个、2个或3个靶点。当IPTG诱导Cas9表达后,CRISPR RNA (crRNA)和反式作用CRISPR RNA (trans-activating CRISPR RNA, tracrRNA)复合物募集Cas9切割靶基因,导致细菌死亡。随着crRNA中靶点数量的增加,杀菌效率显著提高。当含有3个靶点的crRNA作用于细菌基因组时,杀菌效率达到99.35%。此外,在存活的大肠杆菌中,crRNA表达质粒的靶序列和直接重复序列发现碱基缺失,而内源靶基因和Cas9基因均未发生突变。最后,该CRISPR系统还应用于其他大肠杆菌实验室菌株和产肠毒素K88菌株,并表现出高效的杀菌作用。我们设计了一种基于CRISPR/Cas9核酸酶的新型抗菌剂,为抗菌剂的研发提供新策略。     

植物CRISPR/Cas9多基因编辑载体构建和突变分析的操作方法

CRISPR/Cas9基因组编辑技术是植物基因功能研究与作物改良的有效工具.为此,本实验室开发了高效的CRISPR/Cas9植物多基因编辑载体系统.本载体系统包括6个双元载体和12个含有不同U3/U6启动子的sg RNA中间载体,可满足对单子叶和双子叶植物的遗传转化以及不同抗生素筛选的要求,具有简便、高效,可同时对多基因进行编辑的特点.此外,为了能更高效地应用基因组编辑技术,还开发了一站式在线分析工具包CRISPR-GE.为方便研究人员利用CRISPR/Cas9系统进行植物基因组编辑,本文提供了从靶点选择、CRISPR/Cas9多靶点双元载体构建,以及对靶点突变序列的测序分析等详细的操作方法,以及常见的问题解答.     

快速构建CRISPR/Cas9基因组靶向编辑系统

CRISPR/Cas9核酸酶作为一种新的基因组靶向编辑技术,已成功应用于多种动植物基因组修饰研究. CRISPR/Cas9作用后的阳性细胞筛选和富集是该技术的关键之一. 本研究以鸡EAV-HP（endogenous avian retrovirus-HP）基因和MSTN（myostatin）基因为例,从靶位点的选择、表达载体构建、双基因报告载体构建和核酸酶活性验证4个方面,系统研究了CRISPR/Cas9核酸酶技术平台. 结果表明,利用寡聚核苷酸直接退火方法,构建表达载体和报告载体的阳性率分别高达100%和89.5%. 报告载体的PuroR（puromycin resistant gene）和eGFP（enhanced green fluorescent protein）基因的成功表达表明,构建的CRISPR/Cas9系统能有效切割靶序列,并用于后续阳性克隆的筛选和富集. 本方法摒弃了传统分子克隆的PCR扩增和酶切处理目标基因的方法,而是利用寡聚核苷酸直接退火获得含有黏性末端的目标DNA,简化了载体构建过程,低成本且快速获得CRISPR/Cas9基因组靶向编辑系统.     

基于CRISPR/Cas9系统构建精准调控Wnt信号通路的表达载体及其效果的验证

目的:构建基于CRISPR/cas9系统调控Wnt信号通路的载体,并在细胞水平验证其调控基因表达的效率。方法:选取Wnt信号中负性调控分子,设计并合成能够表达靶向上述分子gRNA的互补DNA克隆序列,BsmBI限制性内切酶酶切载体后,采用分子克隆的方法将上述序列克隆至目的载体lenti-sgRNA-Ms2-zeo,测序正确的克隆通过Lipofectamine2000与lenti-Ms2-P65-HSF1-Hygro和lenti-dcas9-VP64-blastine共同转染入293细胞;转染24h后收集细胞,qRt-PCR检测目的基因的表达。结果:筛选了Wnt信号通路中已知的19个负性调控基因;针对每个基因设计了两对gRNA序列,并构建了能够表达gRNA和MS2融合序列的载体,测序结果显示重组质粒的DNA序列与预期完全相符。随机挑选了4个表达载体与lenti-Ms2-P65-HSF1-Hygro和lenti-dcas9-VP64-blastine共转进入细胞,qPCR结果显示构建的目的载体联合lenti-Ms2-P65-HSF1-Hygro和lenti-dcas9-VP64-blastine载体可以协同促进靶分子表达。结论:本研究成功构建了基于CRISPR/cas9基因编辑系统调控Wnt信号的载体。     

基于CRISPR/Cas9系统的拟南芥双链结合蛋白AtHyl1基因编辑

RNA沉默是植物重要的抗病毒防御机制,双链RNA结合蛋白(dsRNA-binding proteins, DRB)是RNA沉默信号途径中的关键蛋白。DRB1/HYL1是拟南芥基因组编码的7个DRBs之一,本研究将人工合成含2个AtHyl1靶位点序列的串联t RNA-gRNA片段导入CRISPR/Cas9表达载体中,构建双靶点的CRISPR/Cas9表达载体,通过转化拟南芥dcl2drb4双突变体获得36株转基因阳性植株。对经测序分析可能已发生基因编辑的3株进行单克隆测序分析,测序结果表明均已发生编辑,获得了AtHyl1基因被编辑的拟南芥dcl2drb4突变体T_1代转基因植物。该结果为研究AtHyl1是否参与DCL4介导的抗病毒RNA沉默通路提供了帮助。     

CRISPR/Cas9系统介导的棉花GhNAC3基因编辑

为创制棉花耐旱种质资源,解决棉花耐旱资源贫乏以及提高水资源利用率,研究依据CRISPR/Cas9编辑原理,对课题组前期利用RT-PCR技术筛选耐旱相关基因GhNAC3(Gh＿D02G0790)的第一外显子区域设计2个20 bp的编辑靶点,并在陆地棉基因组数据库中比对分析靶点序列,排除非特异性编辑,将2个靶点核苷酸片段分别与gRNA-AtU6载体连接,通过2次PCR扩增,得到含特异性连接接头的AtU6-GhNAC3表达盒,再将表达盒连接到CRISPR/Cas9(pRGEB32-7)载体上,获得CRISPR-GhNAC3重组表达载体,利用农杆菌介导法转化陆地棉受体YZ-1,再生培养得到T₀代转基因幼苗,通过PCR检测Cas9蛋白基因获得阳性株系。对T₀代植株的靶点区域序列进行PCR扩增和测序分析,鉴定GhNAC3编辑类型。结果发现,CRISPR9-GhNAC3表达载体成功转化YZ-1,并获得40株转基因再生植株,经Cas9蛋白基因鉴定得到30株阳性株系,从阳性植株选择10株进行编辑类型测序分析,发现7株在靶点区域发生编辑,编辑类型主要为碱基片段缺...     

利用CRISPR/Cas9技术构建拟南芥多基因缺失突变体体系

CRISPR/Cas系统来源于古细菌和细菌在进化过程中逐渐形成的一种适应性免疫系统,近年来被改造成为一种新型的基因编辑技术,它能在sgRNA引导下利用Cas9核酸酶对DNA进行定点切割。然而,此系统的缺点在于一对sgRNA具有较高的脱靶率。本实验拟通过改造CRISPR/Cas9相关载体,一方面简化载体构建步骤,另一方面通过设计两对sgRNA1和sgRNA2,提高靶标识别特异性,克服较高脱靶率的问题。实验以拟南芥基因组中U-Box E3家族基因中3个高度同源基因为靶对象,利用改造后的CRISPR/Cas9载体构建拟南芥多基因缺失突变体体系。此体系的建立有助于研究拟南芥基因组中的家族基因功能,并克服拟南芥家族基因功能研究中的冗余问题。     

CRISPR基因编辑的脱靶效应应对策略综述

CRISPR/Cas9基因编辑系统是第三代基因编辑技术,在生物医学领域有着广泛的应用。该系统由sgRNA和Cas9蛋白组成,sgRNA与Cas9结合并引导Cas9到达DNA靶点,Cas9作为核酸内切酶对靶序列进行切割,形成DNA双链断裂(double strand break, DSB)。DSB通过两种机制——非同源末端连接(nonhomologous end joining, NHEJ)和同源重组介导的修复(homology-directed repair, HDR)——进行修复,实现特定基因的敲除或插入。与锌指核酸酶(ZFNs)和转录激活因子样效应物核酸酶(TALENs)等基因编辑工具相比,CRISPR/Cas9在简便性、专一性等方面有很大优势,但脱靶效应一直是它在实际应用中面临的一个难题。目前已有许多针对脱靶效应的研究,科学家们已发现一些影响靶点专一性的因素,如sgRNA种子序列、PAM序列、Cas9蛋白、DSB修复通路等,并据此研发出降低脱靶效应的可行性策略。本综述就CRISPR/Cas9系统的作用原理、潜在的脱靶危害和降低脱靶效应的策略研究进行阐述。     

串联亲和纯化原核表达载体的构建

【目的】构建串联亲和纯化原核表达载体,用于研究细菌中(生理状态或接近生理条件下的)蛋白-蛋白相互作用。【方法】设计并合成两条串联亲和标签序列,分别可以在靶蛋白N端和C端融合Protein G和链亲和素结合肽(Streptavidin binding peptide,SBP)标签;以pUC18载体为骨架,去除原有的阻遏蛋白基因,构建组成型表达载体pNTAP和pCTAP。【结果】成功构建N端和C端标签表达载体pNTAP和pCTAP,它们在大肠杆菌(Escherichia coli)BL21(DE3)、肠出血性大肠杆菌O157:H7和痢疾杆菌福氏5型M90T菌株中都可以实现表达。【结论】本实验构建的两个串联亲和纯化表达载体可以在部分革兰氏阴性细菌中表达,为研究细菌内蛋白-蛋白相互作用及致病菌毒力蛋白的作用机制奠定了基础。     

家蚕CRISPR/Cpf1基因编辑系统建立

自CRISPR/Cas9基因编辑系统成功应用于模式生物以来,因其快速、高效、便捷等特点,广泛应用于基因功能研究、基因治疗和基因工程等研究领域。与此同时,CRISPR/Cas系统不断在微生物界的发现也加速了新的基因编辑工具的不断涌现。CRISPR/Cpf1是第二类 (Ⅴ型) 能够编辑哺乳动物基因组的CRISPR系统,相比于CRISPR/Cas9基因编辑系统,能够利用5′T-PAM富集区增加基因组覆盖率,具有其切割位点为粘性末端和更不易同源重组修复等诸多优势。基于此,本研究构建了能够在家蚕细胞表达的3个不同来源的CRISPR/Cpf1 (AsCpf1、FnCpf1和LbCpf1) 表达载体,选择高度保守的家蚕热休克蛋白基因BmHSP60和家蚕ATP酶家族BmATAD3A基因分别设计靶标gRNA,构建gHSP60-266R和gATAD3A-346R基因编辑载体。通过T7E1酶切分析和T克隆测序,鉴定3个Cpf1基因编辑系统AsCpf1、FnCpf1和LbCpf1对靶标基因BmHSP60和BmATAD3A的编辑效率。同时,利用Western blotting分析不同基因编辑系统敲除靶基因后对其BmATAD3A和BmHSP60蛋白翻译的影响。本研究成功构建了家蚕CRISPR/Cpf1基因编辑系统,能够在家蚕细胞中有效编辑家蚕基因组,为家蚕基因功能研究、基因工程和遗传育种开发了新技术与新方法。     

基于CRISPR/Cas9系统定点编辑小鼠MAD2L1基因及其脱靶效应分析

目的建立利用CRISPR/Cas9系统对小鼠MAD2L1基因第二外显子基因编辑的方法体系,并分析CRISPR/Cas9对MAD2L1基因编辑的脱靶效应。方法通过CHOPCHOP网站设计位于小鼠MAD2L1基因第二外显子的靶点序列,并构建Cas9-MAD2L1载体,将该载体转染到NIH/3T3细胞中,通过嘌呤霉素筛选并结合荧光显微镜观察GFP后,提取细胞转染后的基因组DNA,利用PCR方法,结合T7E1分析和桑格尔测序,鉴定对小鼠MAD2L1基因编辑情况,并对转染后的NIH/3T3细胞进行CRISPR/Cas9脱靶效应分析。结果将Cas9-MAD2L1载体转染到NIH/3T3细胞并进行嘌呤霉素筛选后,荧光显微镜下观察到大量表达GFP的细胞,PCR结合T7E1结果显示,以转染后的细胞DNA为模板扩增出的228 bp MAD2L1 PCR产物,可被酶切成166 bp和62 bp片段,测序结果显示,成功对MAD2L1基因第二外显子靶点处进行基因编辑,脱靶效应分析未检测到CRISPR/Cas9有对脱靶位点进行基因编辑。结论成功建立对小鼠MAD2L1基因第二外显子进行基因编辑的方法体系,设计的对MAD2L1基因编辑靶点未检测到脱靶效应的发生。     

CRISPR/Cas9技术在非模式植物中的应用进展

基因组编辑技术的出现对植物遗传育种及作物性状的改良产生了深远意义。CRISPR/Cas(clustered regularly interspaced short palindromic repeat)是由成簇规律间隔短回文重复序列及其关联蛋白组成的免疫系统,其作用是原核生物(40%细菌和90%古细菌)用来抵抗外源遗传物质(噬菌体和病毒)的入侵。该技术实现了对基因组中多个靶基因同时进行编辑,与前两代基因编辑技术:锌指核酶(ZFNs)和转录激活因子样效应物核酶(TALENs)相比更加简单、廉价、高效。目前CRISPR/Cas9基因编辑技术已在拟南芥(Arabidopsis thaliana)、烟草(Nicotiana benthamiana)、水稻(Oryza sativa)、小麦(Triticum aestivum)、玉米(Zea mays)、番茄(tomato)等模式植物和多数大作物中实现了定点基因组编辑,其应用范围不断地向各类植物扩展。但与模式植物和一些大作物相比,CRISPR/Cas9基因编辑技术在非模式植物,尤其在一些小作物的应用中存在如载体构建、靶点设计、脱靶检测、同源重组等问题有待进一步完善。该文对CRISPR/Cas9技术在非模式植物与小作物研究的最新研究进展进行了总结,讨论了该技术目前在非模式植物、小作物应用的局限性,在此基础上提出了相关改进策略,并对CRISPR/Cas9系统在非模式植物中的研究前景进行了展望。     

基于CRISPR/Cas9基因编辑技术的人类遗传疾病基因治疗相关研究进展

CRISPR/Cas9系统(常间回文重复序列丛集/常间回文重复序列丛集关联蛋白系统)为靶向基因编辑提供了强大的技术手段.利用序列特异性sgRNA的引导,CRISPR/Cas9系统能够精准地在目标DNA的确切位置导入双链切口.与已有的基因编辑手段相比,该系统具有更优异的简便性、特异性和有效性.目前,大量涉及体内外多物种的CRISPR/Cas9基因编辑研究已充分展示了该技术的巨大潜力,为基于该技术的疾病治疗研究和临床应用带来了希望.基于CRISPR/Cas9基因编辑技术所介导的非同源性末端连接和同源性DNA修复作用,近期多个研究工作已经成功应用该技术修复了包括点突变和基因组缺失等在内的遗传疾病相关基因组缺陷.本综述将总结近期有关利用CRISPR/Cas9基因编辑技术治疗人类遗传性疾病的相关临床前研究进展.     

基于CRISPR/Cas系统的多重基因编辑与调控技术

规律成簇的间隔短回文重复序列(clustered regularly interspaced short palindromic repeats, CRISPR)及其相关Cas蛋白所构建的CRISPR/Cas系统是古细菌或细菌中特有的一种获得性免疫系统。研究人员将其开发成基因编辑工具之后,凭借其高效、精准和通用性强等优点迅速成为合成生物学领域的热门研究方向,在生命科学、生物工程技术、食品科学及农作物育种等多个领域引发了革命性的影响。目前基于CRISPR/Cas系统单基因编辑与调控技术日益完善,但在多重基因编辑和调控方面仍存在挑战。本文聚焦基于CRISPR/Cas系统的多重基因编辑与调控技术开发及应用,针对单个细胞内实现多位点基因编辑或调控和细胞群体内实现多位点基因编辑或调控技术,依据作用原理对其进行了系统总结和阐述,包括基于CRISPR/Cas系统的双链断裂、单链断裂以及多重基因调控技术等。这些工作丰富了多重基因编辑与调控的工具,为CRISPR/Cas系统在多领域的应用作出了贡献。     

基因编辑技术

基因编辑是指通过核酸酶对靶基因进行定点改造,实现特定DNA的定点敲除、敲入以及突变等,最终下调或上调基因的表达,以使细胞获得新表型的一种新型技术。基因编辑技术已被广泛运用于基因结构与功能的研究和多种细胞的基因工程改造,为疾病模型的建立、动植物新品种的培育及基因治疗等的研究提供新的手段。基因编辑技术主要包括锌指核酸酶技术(ZFN)、转录激活子样效应因子技术(TALEN)和成簇的规律间隔的短回文重复序列/CRISPR相关蛋白 (CRISPR/Cas) 系统等。本文将对3种基因编辑技术的原理、运用及其最新进展进行综述,以期为相关技术及其运用的研究提供参考。     

CRISPR/Cas9系统研究进展

CRISPR/Cas9系统的发展彻底改变了人们编辑DNA序列和调控目标基因表达水平的能力,从而为生物体的精确基因组编辑提供了有力的工具。简化后的CRISPR/Cas9系统由两部分组成:Cas9蛋白和sgRNA。其作用原理为sgRNA通过自身的Cas9把手与Cas9蛋白形成Cas9-sgRNA复合体,Cas9-sgRNA复合体中sgRNA的碱基互补配对区序列与目标基因的靶序列通过碱基互补配对原则进行配对结合,Cas9利用自身的核酸内切酶活性对目标DNA序列进行切割。与传统的基因组编辑技术相比,CRISPR/Cas9系统具有几大明显的优势:易用性、简便性、低成本、可编程性以及可同时编辑多个基因。CRISPR/Cas9基因组编辑技术以及衍生出来的CRISPRi和CRISPRa基因表达调控技术已经广泛应用于多种真核和原核生物中。综述了CRISPR/Cas9系统的起源、作用机理、在生物体中的应用和其衍生出的技术,并概述了其脱靶效应和未来前景。     

针对miR-221 基因干扰慢病毒载体的构建及其有效靶序列的 筛选与检测

目的:构建携带人miR-221基因的miRNA干扰慢病毒载体并寻找其有效靶序列,为胶质瘤的研究提供一种新的方法。方法:合成含干扰序列的双链DNAoligo直接连入酶切后的RNA干扰载体上。将产物转入细菌感受态细胞,对长出的克隆进行PCR鉴定,阳性克隆即为目的基因RNA干扰慢病毒载体质粒。再将目的基因与目的载体分别进行双酶切,纯化酶切产物后进行定向连接,其产物转入细菌感受态细胞,再对PCR鉴定阳性的克隆进行测序和分析比对,比对正确即为融合蛋白过表达质粒载体,然后将两种质粒共转染入293T细胞,用westernbolt法检测其有效敲减靶序列。结果:重组质粒经测序鉴定证明各转录模板完整、正确插入到相应质粒中,共转染后发现编号为PscSI576的靶点干扰效果最好。结论:本实验成功构建了人miR-221基因的RNA干扰慢病毒载体,并找到了有效的干扰靶序列。     

针对miR-221基因干扰慢病毒载体的构建及其有效靶序列的筛选与检测

目的：构建携带人miR-221基因的miRNA干扰慢病毒载体并寻找其有效靶序列,为胶质瘤的研究提供一种新的方法。方法：合成含干扰序列的双链DNAoligo直接连入酶切后的RNA干扰载体上。将产物转入细菌感受态细胞,对长出的克隆进行PCR鉴定,阳性克隆即为目的基因RNA干扰慢病毒载体质粒。再将目的基因与目的载体分别进行双酶切,纯化酶切产物后进行定向连接,其产物转入细菌感受态细胞,再对PCR鉴定阳性的克隆进行测序和分析比对,比对正确即为融合蛋白过表达质粒载体,然后将两种质粒共转染入293T细胞,用westernbolt法检测其有效敲减靶序列。结果：重组质粒经测序鉴定证明各转录模板完整、正确插入到相应质粒中,共转染后发现编号为PscSI576的靶点干扰效果最好。结论：本实验成功构建了人miR-221基因的RNA干扰慢病毒载体,并找到了有效的干扰靶序列。     

应用CRISPR/Cas9技术在杨树中高效敲除多个靶基因

CRISPR/Cas9系统是一种广泛应用于细菌、酵母、动物和植物中的基因组定点编辑技术。本课题组在前期工作中利用该系统在毛白杨(Populus tomentosa Carr.)中率先实现了对内源基因—八氢番茄红素脱氢酶(Phytoene dehydrogenase, PDS)基因的定点敲除。为研究靶点的设计和选择对该系统介导的杨树内源基因敲除效率的影响,本文分析了不同单向导RNA(Single-guide RNA, sgRNA)结合毛白杨PDS(PtPDS)靶基因DNA序列后对突变效率的影响。结果发现sgRNA与靶基因间的碱基错配会导致突变的效率降低,甚至不能突变,其中3′端的碱基配对更为重要。进一步测序分析发现,该系统能同时敲除杨树基因组上两个同源的PDS编码基因(PtPDS1和PtPDS2),突变率分别达86.4%和50%。研究证明该系统可快速高效地敲除两个以上的内源基因,获得多重突变体杨树株系。利用该技术,本课题组已获得多个杨树转录因子及结构基因的敲除突变体株系,为将来开展基因功能研究和杨树遗传改良奠定了基础。     

一种新型的CRISPR/Cas9-hLacI双链DNA供体适配基因编辑系统

在CRISPR/Cas9系统介导的基因编辑中,借助于双链DNA （double-stranded DNA,dsDNA）供体模板的重组效应能够实现对目标基因组靶位点的精确编辑和基因敲入,然而高等真核生物细胞中同源重组的低效性限制了该基因编辑策略的发展和应用。为提高CRISPR/Cas9系统介导dsDNA供体模板的同源重组效率,本研究利用大肠杆菌（Escherichia coli）乳糖操纵子阻遏蛋白LacI与操纵序列LacO特异性结合的特点,通过重组DNA技术将密码子人源化优化的阻遏蛋白基因LacI分别与脓链球菌（Streptococcus pyogenes）源的SpCas9和路邓葡萄球菌（Staphylococcus lugdunensis）源的SlugCas9-HF融合表达,通过PCR将操纵序列LacO与dsDNA供体嵌合,构建了新型的CRISPR/Cas9-hLacI供体适配系统（donor adapting system,DAS）。首先在报告载体水平上对Cas9核酸酶活性、DAS介导的同源引导修复（homology-directed repair,HDR）效率进行了验证和优化,其次在基因组水平对其介导的基因精确编辑进行了检测,并最终利用CRISPR/SlugCas9-hLacI DAS在HEK293T细胞中实现了VEGFA位点的精确编辑,效率高达30.5%,显著高于野生型。综上所述,本研究开发了新型的CRISPR/Cas9-hLacI供体适配基因编辑系统,丰富了CRISPR/Cas9基因编辑技术种类,为以后的基因编辑及分子设计育种研究提供了新的工具。