骨形态发生蛋白9基因敲除小鼠的构建

目的运用CRISR/Cas9技术敲除小鼠基因组中Bmp9基因片段,构建Bmp9基因敲除小鼠。方法根据Bmp9基因的外显子序列,设计一段sgRNA并合成。sgRNA体外转录后和Cas9mRNA混合后显微注射受精卵细胞,注射后的受精卵细胞移植至受体动物获得子代小鼠。提取子代小鼠基因组DNA测序鉴定其基因型。基因型鉴定正确的小鼠与野生型交配后筛选纯合子小鼠。同时取纯合子小鼠心脏、肝、脾、肺、肾,匀浆后提取总RNA和总蛋白,通过qPCR、WB和免疫组化检测BMP9在各组织中的表达。结果设计并合成20bp的sgRNA并进行体外转录,显微注射并回植后得到基因突变小鼠,连续交配后得F2代纯合子。测序结果显示,突变小鼠存在两种基因型,一种为5bp缺失突变,另一种为13bp缺失并伴有1bp插入突变。与野生型C57BL/6相比,qPCR、WB和免疫组化结果均表明基因敲除小鼠肝中BMP9表达显著降低。结论利用CRISPR/Cas9技术成功构建出了BMP9基因敲除小鼠。     

基于CRISPR/Cas9技术构建Plin1基因敲除小鼠模型及表型分析

利用CRISPR/Cas9技术构建纯合围脂滴蛋白(Plin1)基因敲除小鼠模型,并初步分析其表型.针对Plin1基因2号外显子前后序列设计sgRNA并构建表达载体,体外转录获得sgRNA后与Cas9蛋白混合,显微注射至小鼠受精卵中并进行胚胎移植.出生小鼠经测序及PCR基因型鉴定获得Fo代阳性小鼠;令Fo代小鼠与野生型小...     

基于CRISPR/Cas9技术构建严重联合免疫缺陷小鼠

目的应用CRISPR/Cas9技术靶向敲除编码小鼠T、B细胞的Rag2基因及编码NK细胞的IL2rg基因,构建T、B细胞及NK细胞联合免疫缺陷小鼠。方法根据Genbank报道的Rag2及IL2rg基因序列,分别针对其外显子设计25 bp左右的sgRNA并进行合成,sgRNA退火后克隆入p X330载体。Rag2-sgRNA、IL2rg-sgRNA及Cas9重组质粒体外转录为mRNA后显微注射入BALB/c小鼠受精卵细胞,受精卵细胞移植到受体动物获得子代小鼠,首建鼠(F0)与野生型小鼠交配获得F1代小鼠,突变的F1代小鼠互交后筛选F2代纯合子小鼠。通过基因测序、流式细胞技术及接种人源性肿瘤细胞系方法检测子代小鼠基因型和表型。结果成功构建了Rag2-sgRNA、IL2rg-sgRNA重组质粒并对其进行了体外转录,mRNA显微注射并移植后获得57只F0小鼠。连续交配后,获得F2代纯合子小鼠。序列分析表明子代小鼠中IL2rg有两个基因型,分别是10 bp和11 bp的缺失突变;而Rag2只有一个基因型,为8 bp的缺失突变。与野生型BALB/c小鼠相比,小鼠外周血中CD3、B220及NKp46阳性细胞数量明显降低。接种人乳腺癌细胞系SKBR-2HL后,肿瘤生长良好,且随着时间延长肿瘤组织逐渐增大。结论利用CRISPR/Cas9技术可有效实现BABL/c小鼠体内Rag2、IL2rg基因突变,并导致小鼠T、B及NK细胞功能异常。     

基于CRSIPR/Cas9技术构建凝血因子8基因敲除小鼠模型及表型验证

基于CRISPR/Cas9技术构建凝血因子8(F8)基因敲除小鼠模型并对其表型进行初步验证。针对F8基因外显子1非编码区和外显子26下游序列设计sgRNA靶位点,体外转录获得sgRNA,与编码Cas9的mRNA混合后通过受精卵显微注射方法获得F₀代阳性敲除小鼠,通过繁育及基因型鉴定获得F8基因敲除纯合子小鼠(F8^-/-小鼠);通过逆转录PCR(RT-PCR)检测主要组织中F8基因在mRNA水平的表达情况,通过酶联免疫吸附测定(ELISA)检测血浆中F8基因在蛋白水平的表达情况;通过活化部分凝血活酶时间检测(APTT)和纤维蛋白原含量(FIB)测定实验检测F8基因敲除后小鼠凝血功能情况。PCR及测序结果表明F8基因在小鼠基因组中被成功敲除;RT-PCR 和ELISA检测结果显示,F8^-/-小鼠中F8在mRNA和蛋白水平上表达均显著低于野生型小鼠(WT小鼠)(P<0.000 1,P<0.01);APTT、FIB和滴血实验检测结果显示,F8^-/-小鼠血浆凝固时间显著高于WT小鼠(P<0....     

PD-L1基因敲除小鼠构建及初步表型验证

目的 程序性死亡配体-1(PD-L1)是免疫调节途径的重要因子,是抗肿瘤免疫疗法中重要的靶标之一。利用CRISPR/Cas9技术成功构建PD-L1基因敲除小鼠模型,并初步分析其表型。方法 构建Cas9和sgRNA载体,并转录获得RNA,通过显微注射方式将RNA注射到C57BL/6小鼠受精卵中,经过鉴定获得F₀代阳性小鼠。F₀代小鼠与野生型C57BL/6小鼠交配获得F₁代杂合子小鼠,再通过F₁代小鼠自交获得F₂代纯合子小鼠品系。随后通过Real-Time PCR和流式实验分别检测PD-L1基因在mRNA和蛋白质水平上的表达情况。结果 Real-Time PCR和流式实验检测结果显示与野生型C57小鼠相比,PD-L1纯合子小鼠的PD-L1 mRNA相对表达水平和细胞上的蛋白质表达均有显著性下降,仅测定到本底的信号,证实已成功构建PD-L1基因敲除小鼠品系,为PD-L1体内基因功能研究提供了新的小鼠模型。     

利用CRISPR/Cas9技术建立斑马鱼Asb11基因敲除品系

Asb11基因被报道与斑马鱼Notch信号的激活有关,本研究室过去的研究显示该基因在心肌和骨骼肌中特异性表达。因此推测Asb11基因可能是心脏发育相关候选基因。为了阐明Asb11基因在斑马鱼心脏发育过程中的作用,本文利用CRISPR/Cas9打靶技术构建敲除Asb11基因的斑马鱼品系。首先在线分析筛选出Asb11基因最适合的打靶位点,然后PCR扩增出Asb11基因gRNA的双链c DNA,再将Asb11基因的gRNA和Hcas9的mRNA共同注射到斑马鱼胚胎Ⅰ细胞期胚胎中。进行打靶的有效性检测,发现Asb11基因的一号外显子出现了碱基的缺失,表明CRISPR/Cas9系统对Asb11基因的敲除是有效的。对其F0代、F1代、F2代进行筛选,成功获得了Asb11基因敲除的斑马鱼品系,为探究Asb11在心脏发育中的作用奠定了基础。     

Lyzl1表达特性及基因敲除小鼠模型的建立

本试验旨在对Lyzl1在雄性小鼠的生殖系统中的表达特性进行初步研究,通过CRISPR/Cas9技术获得了Lyzl1敲除的小鼠模型,从而为进一步确定Lyzl1对雄性小鼠生殖功能的影响奠定基础。利用Real time PCR和Western blotting检测Lyzl1的表达情况。免疫组化检测Lyzl1基因在睾丸和附睾中的定位情况。免疫荧光检测Lyzl1在精子上的定位情况,为预测该基因功能奠定基础。利用CRISPR/Cas9系统,体外转录cas9和sg RNA,把cas9 mRNA和sg RNA按照一定的比例进行受精卵注射和胚胎移植,获得F0代Lyzl1突变小鼠,经过连续交配至F2代获得该基因敲除的纯合小鼠,以期进一步研究其与小鼠生殖的关系。为研究该基因功能提供依据。     

斑马鱼心脏发育候选基因Titin-Cap的CRISPR/Cas9打靶有效性分析

CRISPR/Cas9基因打靶技术是近几年发展起来的一种高效率的定向打靶技术,被认为是遗传领域的革命性技术。Titin-Cap基因是本实验室已初步鉴定的斑马鱼心脏发育候选基因,且国内外目前尚无斑马鱼Titin-Cap基因的敲除品系。为了研究Titin-Cap基因在心脏发育过程中的作用机制,我们利用CRISPR/Cas9基因打靶技术建立斑马鱼Titin-Cap基因的敲除品系。测序结果显示,注射了CRISPR/Cas9 gRNA的胚胎出现双峰,说明在打靶位点附近出现了碱基缺失或插入,证明我们设计的gRNA是有效的。对F0代突变体成鱼的筛选中,测序结果同样显示有阳性结果。这些结果说明用CRISPR/Cas9基因打靶技术成功敲除了斑马鱼Titin-Cap基因,获得了Titin-Cap基因敲除的嵌合体斑马鱼。     

Pd-1基因敲除小鼠构建及初步表型验证

目的:细胞程序性死亡蛋白(programmed death ligand-1,PD-1)是机体T细胞的免疫检查点,也是肿瘤治疗的重要靶点。采用CRISPR/Cas9技术,利用非同源重组修复引入突变的方式,使基因蛋白读码框移码造成PD-1功能缺失,建立Pd-1基因敲除小鼠模型,为深入探究Pd-1基因功能及作用机制提供基础。方法:针对Pd-1基因2-4号外显子设计并合成2对sgRNA片段,与编码Cas9片段共同体外转录,通过受精卵显微注射方法将两者mRNA混合注射到C57BL/6小鼠受精卵中,经PCR产物测序鉴定获得F0代小鼠,之后与野生型C57BL/6小鼠交配获得F1代杂合子小鼠,F1代小鼠自交即获得F2代纯合子小鼠品系(Pd-1^-/-)。刀豆蛋白(concanavalin A,ConA)刺激Pd-1^-/-小鼠后,通过实时荧光定量PCR和流式细胞技术在mRNA和蛋白水平上分别检测Pd-1^-/-小鼠中Pd-1基因在转录和翻译过程中的表达情况,并通过ELISA方法检测Pd-1^-/-小鼠血清中IL-6、IFN-γ、IL12/IL23及TNF-α等因子的表达水平,初步分析Pd-1通路在T细胞反应调控中的作用机制及对免疫刺激的响应情况。结果:PCR及测序结果表明在小鼠基因组中Pd-1基因2-4号外显子被成功敲除;Real-Time PCR实验和流式检测结果显示:与野生型小鼠相比,Pd-1^-/-小鼠脾、肠系膜淋巴结、胸腺和血液各组织中Pd-1表达水平均显著降低;双抗夹心ELISA测定结果显示:Pd-1敲除后经ConA刺激,血清中IL-6和IFN-γ表达上调。结论:成功构建Pd-1基因敲除小鼠模型。Pd-1缺失能够上调IL-6和IFN-γ对ConA刺激的响应,增加ConA引起的炎症反应,为Pd-1的体内基因功能研究提供了新的小鼠模型和研究思路。     

通过高效基因编辑技术构建小鼠 Rnf148 基因敲除模型

众所周知,利用同源重组原理,对DNA双链断裂(double-strand breaks,DSBs)引起的基因损伤进行修复是早期研究人员用于制造基因突变小鼠的方法之一(Capecchi,1989)。但由于其效率低以及消耗时间过长而被锌指核糖核酸酶(ZFNs)和转录激活因子样效应物核酸酶(TALENs)所取代(Bibikova et al.,2002;Moscou and Bogdanove,2009)。然而,ZFNs和TALENs也并非最优基因修饰技术,两者因其步骤复杂和细胞毒性,运用受到限制。近年来,已逐步被一种新基因编辑技术CRISPR/Cas9所代替。CRISPR/Cas9最初起源于细菌的自我防御系统,是近年运用于细胞和动物模型基因改造的主要方法,可以快速而高效获得基因敲除模型。泛素化系统是机体维持正常生物功能的蛋白降解系统,也是近年的研究热点,睾丸特异表达基因Rnf148是泛素化连接酶家族成员之一。为此,我们运用cas9技术构建小鼠Rnf148基因敲除模型,以进一步研究其在小鼠生精过程中的作用。通过针对Rnf148基因外显子设计特异的sg RNA(short guide RNA),与Cas9 m RNA共显微注射小鼠受精卵,我们成功获得了Rnf148的F0代敲除小鼠,将其与野生型小鼠交配,进一步成功获得了纯合Rnf148基因敲除小鼠。因此,利用cas9技术确实可以获得基因敲除鼠用于后续研究。     

利用CRISPR/Cas9基因编辑技术建立FcγR基因大片段敲除小鼠模型

目的使用CRISPR/Cas9基因编辑技术敲除长度约为90 kb的小鼠FcγR2b,FcγR3,FcγR4基因簇,为构建FcγR基因人源化小鼠奠定基础。方法使用在线预测软件在FcγR2b,FcγR3外显子区设计sgRNA,在每一位点挑选脱靶效应较低的五个候选sgRNA。通过CRISPR/Cas9活性检测试剂盒检测sgRNA在体外的活性。选取活性较高的sgRNA体外转录,与Cas9 mRNA一并注射受精卵。通过PCR检测及测序,得到1只敲除片段为89 711 bp的基因修饰小鼠,且同时敲除FcγR2b基因5’端,FcγR3基因3’端及FcγR4基因。而且还利用软件预测了8个脱靶可能性最高的位点,并对首建鼠基因组的上述8个脱靶位点全部测序确认。结果结果显示未在预测脱靶位点附近发现小片段插入或缺失。结论建立了利用CRISPR/Cas9基因编辑技术敲除基因组超大片段的技术,该技术结合BAC转基因技术,将为建立含有复杂基因族的人源化小鼠提供新的途径。     

利用 CRISPR／Cas9敲除大鼠胰岛素受体底物1（Ir s1）基因

目的：为研究胰岛素受体底物1（Irs1）基因与代谢病之间的关系,我们利用CRISPR/Cas9系统敲除大鼠Irs1基因,为研究代谢病提供基因敲除大鼠。方法针对Irs1第一外显子,设计CRISPR/Cas9作用靶点,构建sgRNA表达质粒。利用T7 RNA聚合酶体外转录sgRNA和Cas9。将Cas9 mRNA和sgRNA混合物注射入SD大鼠的受精卵中,实现靶基因敲除。用T7 EN1实验初步检测靶基因的修饰情况,再经过测序分析确定突变。结果获得了5个在Irs1基因突变的首建鼠,突变效率为83％。结论得到了稳定遗传的Irs1基因敲除大鼠。     

利用CRISPR/Cas9系统构建FGF21基因敲除小鼠模型

成纤维细胞生长因子(fibroblast growth factors, FGFs)是细胞间的多功能信号分子,调节生物体的多种生理功能。FGF21作为一种重要的调控因子,对毛囊发育及生长周期具有重要作用。为研究FGF21基因对毛囊发育及生长周期的影响及作用机制,本研究通过构建靶向敲除FGF21基因的载体,体外将Cas9 mRNA和gRNA显微注射到FVB小鼠受精卵中,在小鼠FGF21基因的第1外显子上造成移码突变,从而获得FGF21基因敲除(knock out, KO)小鼠。通过测序鉴定F₀代小鼠基因型,共获得3只FGF21等位基因敲除小鼠(Fgf21 ^-/-);qRT-PCR和Western blotting结果表明,在Fgf21 ^-/-小鼠中未检测到FGF21 mRNA表达和FGF21蛋白表达;经脱毛再生及皮肤组织H&E染色发现,与野生型(wild type, WT)小鼠相比,Fgf21 ^-/-小鼠体重降低、器官组织未出现异常变化、毛发生长速度减慢、毛囊的直径和毛发的密度均减小。本研究利用CRISPR/Cas9技术成功构建了Fgf21 ^-/-小鼠模型,为后续研究FGF21基因在毛囊发育及生长周期中的功能提供了更好的动物模型。     

利用CRISPR/Cas9系统敲除小鼠Mlk3基因探讨其对血压的影响北大核心CSCD

为探讨混合谱系激酶3(mixed lineage kinase 3,Mlk3)基因敲除(knockout,KO)对小鼠血压的影响,采用CRISPR/Cas9系统构建Mlk3基因敲除(Mlk3 knockout,Mlk3KO)小鼠模型。T7核酸内切酶I(T7 endonuclease I,T7E1)酶切法验证向导RNA(small guide RNA,sgRNA)的活性。体外转录CRISPR/Cas9 mRNA及sgRNA,显微注射至受精卵并移植入假孕母鼠。聚合酶链式反应(polymerase chain reaction,PCR)及DNA测序检测基因型。实时荧光定量PCR(Real-time PCR,RT-PCR)检测Mlk3 mRNA表达,Western blotting及免疫荧光检测Mlk3蛋白表达。尾套法监测小鼠血压。免疫组化及Western blotting检测小鼠主动脉肌球蛋白轻链(myosin light chain,MLC)磷酸化水平。PCR基因型鉴定及DNA测序显示Mlk3敲除成功,且Mlk3敲除小鼠未检测到Mlk3蛋白表达,证实CRISPR/Cas9系统成功构建了Mlk3敲除小鼠。Mlk3敲除小鼠在基础状态下血压显著高于同笼对照,且Mlk3敲除小鼠主动脉平滑肌层MLC的磷酸化高于对照组,说明Mlk3具有抗高血压的内源性保护作用。本研究为探讨蛋白激酶Mlk3抗高血压及抗高血压诱导心血管不良重塑的作用机制提供了理想的动物模型。     

Tmem119基因敲入荧光示踪工具小鼠的构建及表型验证

[目的]通过将tdTomato基因片段插入到Tmem119基因终止密码子位置建立了Tmem119-tdTomato工具小鼠模型,并对该小鼠进行表型验证。[方法]制备Tmem119 sgRNA、Cas9 mRNA和donor vector,利用CRISPR/Cas9技术通过显微注射共同注射到C57BL/6小鼠受精卵中,通过交配及基因型鉴定获得F1代阳性小鼠;通过荧光检测验证小鼠Tmem119蛋白在大脑各区域的表达情况。[结果]基因型检测结果表明,tdTomato表达片段成功插入到Tmem119基因终止密码子前;免疫荧光检测结果表明,tdTomato蛋白荧光在小胶质细胞内与经典标记蛋白Iba1荧光重叠,与星形胶质细胞标记蛋白GFAP不重叠。[结论]成功构建特异性标记小胶质细胞的红色荧光示踪工具小鼠,为小胶质细胞的动态深入研究提供模式工具。     

应用CRISPR/Cas9技术构建YOD1基因敲除小鼠

目的:应用CRISPR/Cas9技术构建去泛素化酶YOD1基因敲除小鼠。方法:针对YOD1基因设计单链向导RNA(sg RNA)识别序列,构建sg RNA质粒,与Cas9质粒体外转录、纯化后注射入受精卵,通过PCR和测序验证得到F0代阳性小鼠。配繁两代后,取同窝对照的野生型(WT)和敲除(KO)小鼠的主要组织器官研磨,使用免疫印迹(WB)技术检测各组织YOD1蛋白的表达,确证YOD1敲除小鼠模型是否成功建立。统计YOD1杂合子(HET)自交存活后代各基因型比例,分析是否有胚胎致死表型。解剖小鼠分析主要组织器官的表型,进一步利用H.E.染色分析KO小鼠是否存在自发的病理改变。通过血糖耐受实验(GTT)分析KO小鼠的血糖调控能力。结果:基因组测序和WB检测结果显示KO小鼠中YOD1被明显敲除,YOD1敲除小鼠模型成功建立。YOD1杂合子自交后代各基因型比例符合孟德尔定律,提示KO小鼠非胚胎致死。YOD1敲除小鼠肝脏显著小于WT小鼠。GTT结果表明敲除YOD1不影响小鼠的血糖稳态。结论:应用CRISPR/Cas9技术成功构建YOD1基因敲除小鼠。KO小鼠正常出生,无任何胚胎发育缺陷。与WT小鼠相比,KO小鼠肝脏显著减小,但无显著的自发病理变化,KO小鼠血糖控制亦无显著差异。     

Toll样受体4(TLR4)基因剔除小鼠构建及初步表型分析

目的 利用CRISPR/Cas9技术构建Toll样受体4(TLR4)基因敲除小鼠模型,并观察突变小鼠对革兰氏阴性细菌脂多糖(LPS)刺激响应的变化。方法 针对TLR4基因外显子2设计并合成1对sgRNA片段,与编码Cas9的mRNA混合后通过受精卵显微注射方法,建立TLR4基因敲除小鼠,通过繁育获得基因敲除纯合子小鼠(TLR4^-/-小鼠);通过LPS刺激,分析TLR4^-/-小鼠对炎症应激的反应情况,并在分子和病理水平上和野生型对照(WT)进行比较。结果 PCR及测序检测表明TLR4基因外显子2在小鼠基因中被成功敲除;给予LPS刺激后,IL1β、IL6、MyD88、iNOS及TNFa等炎症因子的表达在野生型小鼠的心、肝和肺组织中显著上调,而在TLR4^-/-小鼠中则几乎没有变化;血生化指标显示LPS刺激后WT小鼠血清中的尿素(Urea)和肌酐(Cre)水平显著升高,而TLR4^-/-小鼠刺激前后无显著变化,病理分析同样发现TLR4^-/-小鼠能够抵抗LPS对肾组织的损伤。结论 利用CRISPR/Cas9技术成功构建了TLR4基因剔除小鼠模型,TLR4的缺失能够降低IL1β、IL6、MyD88、iNOS及TNFa炎症因子对LPS刺激的响应,抑制LPS引起的炎症反应及对组织的损伤。     

基于CRISPR/Cas9系统和增强ssODN重组建立tau-V337M小鼠模型

利用CRISPR/Cas9基因编辑技术建立tau-V337M突变的阿尔茨海默病(Alzheimer’s disease,AD)小鼠模型。通过设计和体外合成单向导RNAs(single guide RNAs,sgRNA)及单链寡核苷酸(single-stranded oligonucleotides,ssODN),将sgRNA、Cas9蛋白、ssODN注射到小鼠受精卵内,利用DNA切割和重组产生突变。为了提高重组效率,又在注射时添加Rad51蛋白。使用自然交配的雌鼠作为受体,将2细胞期的编辑胚胎进行单侧输卵管移植。研究发现通过添加Rad51蛋白可以获得较高的突变效率,在F0小鼠中获得了tau-V337M小鼠并进行扩繁,F0代tau-V337M小鼠可以将突变遗传给F1代。综上所述,本研究利用Cas9、ssODN和Rad51成功建立了首个tau-V337M基因位点突变的小鼠模型,为AD的研究和点突变模型制作提供了模型和方法基础。     

利用荧光PCR技术对Crispr/Cas9敲除microRNA 505的小鼠进行鉴定

利用荧光PCR技术对Crispr/Cas9系统敲除的micro RNA 505小鼠进行鉴定,能快速检测出敲除小鼠的基因型,有效加快敲除小鼠基因功能验证的进程。首先,在Crispr/Cas9系统敲除的基因位点区域设计PCR引物,并在上游引物的5′端使用羟基荧光素(5-carboxyfluorescein,FAM)荧光修饰。模板经过PCR的扩增后,将PCR产物与已知片段大小的6-羧基-X-罗丹明琥珀酰亚胺酯(6-carboxy-X-rhodamine,ROX)混合,在377测序仪上通过聚丙烯酰胺凝胶电泳分离。随后,根据相对分子质量内标法计算出PCR产物大小,从而达到鉴定小鼠基因型的目的。将上述荧光PCR技术应用于实践发现,两只奠基鼠、16只F1代小鼠以及26只F2代小鼠都能得到准确的鉴定,其中包括microRNA 505基因区段被敲除了17 bp和23 bp。因此,利用荧光PCR技术可以快速、准确地鉴定Crispr/Cas9敲除小鼠。     

CRISPR/Cas9编辑绒山羊FGF5基因细胞株的建立

拟利用CRISPR/Cas9技术建立编辑FGF5基因的绒山羊细胞株。在FGF5基因的第一外显子设计靶点并合成gRNA靶点引物,构建2个编辑FGF5基因的Cas/gRNA真核表达质粒载体。电穿孔法转染绒山羊成纤维细胞后T7核酸内切酶（T7E1）检测载体活性,选择活性最高的载体转染细胞,单细胞接种并扩繁,提取基因组DNA,PCR及测序鉴定。经测序分析共获得20个FGF5基因敲除细胞株（包括FGF5^+/-和FGF5^-/-）,总突变率为14.81%。双敲除突变细胞株可作为供体细胞进行重构胚构建,为创造高产绒性状的FGF5基因编辑绒山羊奠定基础。