基于CRISPR/Cas9系统在全基因组范围内筛选功能基因及调控元件研究进展

CRISPR/Cas9系统是一种近年来被广泛应用于基因组编辑的强大工具。通过将CRISPR/Cas9系统中的Cas9蛋白突变后,使其失去剪切活性而成为dCas9 (nuclease-dead Cas9),再结合基因功能丧失(loss-of-function,LOF)、基因功能激活(gain-of-function, GOF)以及非编码功能基因鉴定技术即可实现全基因组高通量的功能基因及调控元件靶向鉴定和筛选。目前,该技术已被广泛应用于疾病免疫机理、药物靶点筛选和动物遗传育种等研究,为生命医学和基础科学带来了全新高效的技术方法和研究思路。本文综述了基于CRISPR/Cas9技术在全基因组中高通量筛选功能基因及调控元件的方法及研究进展,重点阐述了CRISPR/Cas9系统在动物细胞中筛选功能性基因的方法,以期为基因编辑及相关研究领域提供参考。     

基因组编辑对酿酒酵母DNA的损伤作用及修复响应

【目的】为了研究基因组编辑工具CRISPR/Cas9和CRISPR/Cpf1所产生的DNA双链断裂(DNA doublestrandbreak,DSB)对酿酒酵母DNA的损伤作用及修复响应情况,对比化学物质甲基磺酸甲酯(methyl methanesulfonate,MMS)对酿酒酵母基因组DNA的损伤和修复,阐明编辑细胞在细胞水平和转录水平上的变化。【方法】起始细胞分为两种情况,包括未进行细胞周期同步化和被α-因子同步化细胞周期至G0/G1期。检测CRISPR/Cas9和CRISPR/Cpf1处理后编辑细胞的生长情况。利用流式细胞术检测编辑细胞的细胞周期延滞的情况。利用荧光定量PCR检测编辑细胞和MMS处理细胞后DNA损伤响应关键基因转录表达水平的变化情况。【结果】起始细胞无论是未同步化还是同步化,其生长均受到基因组编辑抑制,细胞存活率降低,细胞周期被滞留在G2/M期,而MMS处理导致细胞周期S期的滞留。此外,随编辑时间的延长,突变率增加,细胞存活率降低。CRISPR/Cpf1编辑细胞的突变率和存活率均低于CRISPR/Cas9,由此可见,CRISPR/Cpf1对细胞的损伤强度高于CRISPR/Cas9。两种编辑均诱导酵母DNA损伤响应关键基因RNR3及HUG1转录水平显著上调,并且CRISPR/Cpf1介导的上调幅度大于CRISPR/Cas9,但两者均低于MMS的处理。【结论】本研究解析了CRISPR/Cas9和CRISPR/Cpf1介导的基因组编辑在细胞水平和转录水平上对DNA损伤作用及修复响应,初步揭示了酿酒酵母应对不同类型的DSB损伤时响应程度的差异,为提高基因组编辑工具的编辑能力和评估基因编辑安全性提供了重要依据。     

缺口酶Cas9 D10A和Cas9 H840A在大肠杆菌基因组编辑中的应用

目前Ⅱ型CRISPR/Cas9工具被广泛应用于基因组编辑中,利用CRISPR/Cas9基因组编辑技术对大肠杆菌(Escherichia coli)基因组进行编辑,可应用于代谢工程及细菌耐药性等研究领域中。利用单缺口核酸酶Cas9 nickase (Cas9n)工具对宿主细胞基因进行修饰,可降低由于双链断裂对宿主带来的毒性。但目前利用CRISPR/Cas9n对大肠杆菌基因组编辑的研究较少,不利于缺口酶Cas9 D10A和Cas9 H840A在大肠杆菌基因组编辑的应用。本研究在前人报道的细菌双质粒Cas9基因编辑系统(pCas/pTarget)基础上,通过分子突变的方法构建缺口酶Cas9突变体质粒pCas-D10A和pCas-H840A,以及携带修复模板或无修复模板的靶向大肠杆菌sseA基因的质粒pTargetT-△sseA(993 bp)和pTargetT-△sseA,系统研究了两种缺口酶编辑大肠杆菌内源性基因sseA的有效性和效率。在稳定表达pCas质粒的MG1655菌株中转入携带修复模板的pTargetT-△sseA(993 bp)质粒,通过菌落PCR及DNA测序方法验证基因编辑的有...     

新一代基因组编辑系统CRISPR/Cpf1

CRISPR/Cas系统几乎存在于所有的细菌和古菌中,是用来抵御外来病毒和噬菌体入侵的获得性免疫防御机制。2012年起CRISPR/Cas9被改造为基因编辑工具,并衍生出一系列高效、便捷的基因编辑工具,迅速在基础理论、基因诊断和临床治疗等研究领域中得到广泛应用。然而,CRISPR/Cas9也存在细胞毒性、脱靶效应和基因插入困难等一些亟待解决的问题,在一定程度上限制了CRISPR/Cas9的应用。Cpf1是2015年报道的一种新型CRISPR效应蛋白,具有许多与Cas9不同的特性,有利于克服CRISPR/Cas9应用中的一些限制。本文综述了近两年来对CRISPR/Cpf1的研究进展和应用,并对其应用前景和发展方向进行了展望。     

基于CRISPR/Cas9系统筛选猪流行性腹泻病毒复制相关基因及其验证

【背景】成簇规律间隔的短回文重复序列相关蛋白(clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated protein,CRISPR/Cas9)已被广泛证实是高效、强大的第三代基因编辑工具,在发现功能基因等领域取得了重要进展,但至今尚无利用该方法挖掘猪流行性腹泻病毒(porcine epidemic diarrhea virus,PEDV)宿主基因的报道。【目的】利用CRISPR/Cas9系统在全基因组范围内筛选PEDV复制相关基因,并进行候选基因的初步验证,为培育抗PEDV种猪提供科学参考。【方法】通过CRISPR/Cas9技术构建人肝癌细胞系(Huh-7)全基因组敲除文库,利用PEDV感染Huh-7文库细胞,随后经过高通量测序筛选影响PEDV复制的关键宿主因子,结合基因干扰和检测病毒效价等相关试验对影响PEDV复制的候选基因进行初步验证。【结果】构建了CRISPR/Cas9系统在全基因组范围内筛选PEDV复制相关基因的方法,将富集程度排名靠前的整合素α11(integrin α11,ITGA11)、哺乳动物复制蛋白A2(replication protein A2,RPA2)、驱动蛋白家族成员2A(kinesin family member 2A,KIF2A)、诱导髓系白血病细胞分化蛋白1(induced myeloid leukemia cell differentiation protein 1,MCL1)、多聚ADP核糖化酶1[poly(ADP-ribose)polymerase 1,PARP1]和囊泡单胺转运蛋白(vesicular monoamine transporter,SLC18A1)基因进行了验证;采用siRNA对上述基因分别进行干扰后,结果与对照组相比,干扰ITGA11可显著降低PEDV猪源靶向细胞IPEC-J2中PEDV-NmRNA、蛋白表达水平及子代病毒滴度。【结论】基于CRISPR/Cas9系统的全基因组敲除文库可作为挖掘PEDV复制相关功能基因的有效工具,ITGA11基因可作为一种制备抗PEDV猪种潜在的靶基因。     

一种拟南芥基因高效编辑体系研究

CRISPR/Cas9基因编辑系统操作简单易行,无需引入外源基因,生物安全性高。但怎样快速筛选获得不含外源转化元件的基因编辑后代是一个关键技术问题。本研究创造性的将拟南芥种皮特异性启动子At2S3与荧光筛选标记基因mCherry组装进植物基因组定点编辑CRISPR载体pHDE中,以拟南芥as1为靶基因,构建一种通过荧光标记筛选、实现转化后代中Cas9 Free的基因高效编辑体系。结果表明,通过同源重组方法构建的带有筛选标记的CRISPR载体与设计相符,外源插入片段正确。挑选转化后种皮上带有红色荧光标记的阳性种子培育得到T₁代植株,经PCR验证,成功获得as1定点敲除的纯合突变植株,纯合子比率达到40%;挑选T₁代纯合突变上不带荧光的种子,培育得到的T₂代植株中,PCR检测不到Cas9片段,实现了编辑后代的Cas9 Free。本研究构建的一种带有可视化筛选标记的基因高效编辑体系,成功实现编辑后代中无外源插入的Cas9等转化元件,生物安全性高,为基因组定点编辑技术在植物遗传资源改良中的高效利用提供了借鉴与参考。     

破坏细胞壁蛋白CWP2基因提高重组酿酒酵母β-葡萄糖苷酶胞外酶活

【背景】重组酿酒酵母广泛应用于生产工业酶和药用蛋白,但是目前仍旧存在异源蛋白产量低、分泌效率差的问题,限制了生产应用。【目的】提高重组酿酒酵母异源分泌蛋白的能力,构建高效的异源蛋白生产细胞工厂。【方法】采用基于CRISPR/Cas9的基因组编辑技术,以生产β-葡萄糖苷酶的重组酿酒酵母Y294-BGL为出发菌株,构建细胞壁蛋白基因CWP2破坏菌株。【结果】与出发菌株相比,破坏CWP2的破坏菌株在发酵96 h时胞外β-葡萄糖苷酶酶活可提高53%,胞内酶活提高了208%。此外,破坏菌生长未受到影响,对弱酸等环境胁迫的耐性没有下降,未造成过多内质网胁迫。进一步检测发现,破坏菌株胞内活性氧水平下降,同时蛋白胞内运输和分泌途径相关的关键基因表达转录及多个细胞壁生物合成相关基因表达下降。【结论】破坏细胞壁蛋白基因CWP2能够提高异源蛋白β-葡萄糖苷酶的胞外酶活,可作为促进酿酒酵母生产异源蛋白的靶点基因。     

家蚕β-呋喃果糖苷酶基因BmSuc1的CRISPR敲除载体的构建与导入

【目的】CRISPR/Cas9是近些年报道较多的基因编辑新工具,具有简便高效、特异性强等优势。BmSuc1是从鳞翅目经济昆虫家蚕Bombyx mori体内发现的编码β-呋喃果糖苷酶(β-fructofuranosidase,β-FFase)的基因,也是首个被克隆和鉴定的动物型β-FFase编码基因。β-FFase是作用于果糖基的蔗糖水解酶,BmSUC1可能与家蚕防御桑叶生物碱的生理过程有关,但目前其发挥作用的分子机制尚不清晰。为了解析BmSuc1在蚕体的作用途径及其生理功能,本研究基于CRISPR/Cas9基因编辑系统构建表达双元sgRNA的CRISPR载体,用于敲除家蚕基因组中的BmSuc1基因。【方法】根据目的基因BmSuc1的ORF序列设计2条sgRNA,通过同源重组的方法分别插入CRISPR载体的Sal I和Nhe I酶切位点。进而利用转基因显微注射技术将该编辑载体注入G_0代蚕卵,经催青孵化饲养家蚕并自交制备G_1代蚕种。【结果】PCR验证及测序结果均表明CRISPR编辑载体构建成功。根据Ds Red2红色蛋白的荧光标记,从G_1代家蚕幼虫中成功筛选出阳性转基因个体。【结论】本文详细介绍了表达双元sgRNA的CRISPR载体的构建方法,所获得的阳性转基因家蚕对于下一步探讨BmSuc1在家蚕糖类营养的吸收与利用途径中的作用奠定了重要的实验基础,有助于阐明蚕-桑相互选择和适应的分子机制。     

CRISPR筛选在生命医学研究中的应用

CRISPR/Cas9是一种高效、便捷的基因编辑工具,在生命科学领域具有广泛的应用。基于CRISPR/Cas9系统构建基因组文库进行高通量筛选,有助于解析不同生物学背景下编码基因的功能和调控元件的特征。覆盖全基因组或特定生物途径的CRISPR筛选支持在不同的遗传背景和时空环境下进行,有助于鉴定关键的生物学靶点,并阐述生理、病理条件下的基因功能及相互作用网络。本文总结了近年来CRISPR筛选在衰老、肿瘤等疾病研究中的重要进展,概述了CRISPR筛选与单细胞测序、功能基因组学等方法相结合的研究策略,并讨论了CRISPR筛选面临的挑战以及可能的解决方案。     

利用CRISPRi挖掘大肠杆菌生物合成D-泛酸的关键基因

【目的】D-泛酸(D-pantothenic acid,DPA)是一种重要的功能化合物,被广泛应用于医疗保健、化妆品、动物食品和饲料等领域,具有良好的市场前景及应用。本研究以实验室保藏的大肠杆菌菌株DPAP10为底盘菌株,利用CRISPR干扰(clustered regularly interspaced palindromic repeats interference,CRISPRi)技术,筛选影响工程菌株DPA生物合成的内源性基因靶点。【方法】构建了p Target和pd Cas9的双质粒CRISPRi系统,可以实现对基因单个或组合表达抑制,摇瓶发酵检测基因抑制对DPA合成的影响;通过实时荧光定量聚合酶链式反应(real-time fluorescence quantitative polymerase chain reaction,RT-q PCR)检测了基因抑制后的转录水平;通过高效液相色谱(high performance liquid chromatography,HPLC)检测了中间代谢物分析代谢通路变化。【结果】成功从126个靶基因中筛选得到5个显著影响DPA合成的关键...     

利用CRISPR/Cas9技术构建大鼠L2细胞α-ENaC基因敲除稳定细胞株

利用CRISPR/Cas9基因编辑技术构建大鼠L2细胞α-ENaC基因敲除的细胞株,研究α-ENaC基因对细胞增殖的影响。构建敲除α-ENaC基因的CRISPR/Cas9表达载体和筛选报告载体,通过转染和嘌呤霉素筛选获得单克隆细胞株,Western Blot、测序确定突变的细胞株,CCK-8检测突变细胞株的增殖活力。成功构建靶向α-ENaC基因第一外显子的CRISPR/Cas9表达载体和筛选报告载体,嘌呤霉素筛选后,挑选8个单细胞克隆中有两个单细胞克隆α-ENaC蛋白表达下降,一个单细胞克隆α-ENaC蛋白不再表达,测序结果显示3个单细胞克隆分别为2个单等位基因突变和1个双等位基因突变,且未发现脱靶现象。突变细胞株的增殖活力降低,其中双等位基因突变细胞株增殖活力降低更为显著。因此,利用CRISPR/Cas9结合SSA-RPG报告载体成功获得了α-ENaC基因敲除的L2细胞株,α-ENaC与细胞增殖有关。     

CRISPR/Cas9基因编辑技术在丝状真菌中的应用

随着对丝状真菌基因水平研究的不断深入,CRISPR/Cas9技术作为先进的基因编辑技术,已被广泛应用于丝状真菌的基因编辑。探究了CRISPR/Cas9系统在不同丝状真菌中的应用情况,主要从sgRNA的构建与表达、Cas9蛋白的改造与表达、不同的DNA双链断裂修复（DNA double-strand break,DSB）方式等方面进行概述,并对编辑效率、脱靶效应进行总结,旨在为今后丝状真菌中CRISPR/Cas9系统的构建及改良提供思路。     

CRISPR/Cas9系统介导的地衣芽孢杆菌基因敲除

地衣芽孢杆菌是具有广泛应用的重要工业微生物,迄今为止这一菌株的基因编辑工具仍十分有限。CRISPR(clustered regularly interspaced short palindromic repeats)/Cas9系统已在许多物种中成功应用于基因编辑,然而地衣芽孢杆菌极低的转化和重组效率为CRISPR/Cas9系统在这一宿主中的应用带来障碍。本研究构建了诱导型表达Cas9蛋白的重组质粒,成功实现了CRISPR/Cas9系统介导的地衣芽孢杆菌淀粉酶编码基因amy L的敲除。结果显示,所设计的3个sg RNA均能实现目的基因的有效编辑,基因敲除的成功率分别为58%、39%和37%。淀粉酶基因敲除的重组大肠杆菌生长无显著影响,淀粉酶活力为原始菌的0.86%。以上成果为研究地衣芽孢杆菌的基因功能及通过菌种改造提升这一工业微生物的发酵性能提供了新型、有效的基因编辑工具。     

利用CRISPR/Cas9核酸酶靶向细菌必需基因的特异性抗菌剂研究（英文）

CRISPR/Cas9核酸酶是一种高效和精确的基因组DNA编辑工具。目前,CRISPR/Cas9被开发成一种新型抗菌剂,通过靶向破坏目标基因,例如抗生素耐药基因来诱导细菌死亡。本研究利用CRISPR携带多靶点优势,同时靶向大肠杆菌必需基因gyrA、gyrB和folA,以达到杀菌作用。本设计针对3个内源基因的CRISPR系列载体,分别含有1个、2个或3个靶点。当IPTG诱导Cas9表达后,CRISPR RNA (crRNA)和反式作用CRISPR RNA (trans-activating CRISPR RNA, tracrRNA)复合物募集Cas9切割靶基因,导致细菌死亡。随着crRNA中靶点数量的增加,杀菌效率显著提高。当含有3个靶点的crRNA作用于细菌基因组时,杀菌效率达到99.35%。此外,在存活的大肠杆菌中,crRNA表达质粒的靶序列和直接重复序列发现碱基缺失,而内源靶基因和Cas9基因均未发生突变。最后,该CRISPR系统还应用于其他大肠杆菌实验室菌株和产肠毒素K88菌株,并表现出高效的杀菌作用。我们设计了一种基于CRISPR/Cas9核酸酶的新型抗菌剂,为抗菌剂的研发提供新策略。     

CRISPR/Cas9高通量筛选技术与肿瘤治疗

成簇规律间隔短回文重复(clustered regularly interspaced short palindromic repeats, CRISPR),是细菌或古菌在与噬菌体长期生存进化获得的一种免疫系统. 根据Cas蛋白(CRISPR-associated protein)的不同,CRISPR系统可分为3种. 其中II型CRISPR/Cas9已被改造成为一种有效的基因编辑工具,并运用于多种物种基因的改造. 作为1种基因编辑的手段,CRISPR/Cas9技术通过诱导DNA双链断裂损伤,进一步干扰基因的表达. 与传统的基因编辑技术相比,CRISPR/Cas9技术显示出效率高、成本低和易操作等特点. 与此同时,二代测序技术的发展促进全基因组的解析. CRISPR技术结合高通量二代测序手段的使用,在肿瘤的治疗领域中已发挥出了独特的优势. 本文就近年来CRISPR/Cas9高通量筛选技术的发展,及其在肿瘤治疗过程中的应用进行综述.     

基于CRISPR/Cas9基因编辑技术的EGFP基因定点整合表达

目的:利用CRISPR/Cas9基因编辑技术,实现EGFP基因在CHO细胞ACTB基因座位置定点整合和表达,建立基于CRISPR/Cas9技术的外源基因定点整合和表达技术。方法:根据CHO细胞β-actin(ACTB)基因起始密码子区基因序列,设计相应CRISPR/Cas9系统,同时构建含有ACTB同源臂和EGFP基因的同源供体载体(donor vector),通过脂质体转染法同时转染CRISPR/Cas9和供体载体,流式分选EGFP阳性细胞,分析基因编辑技术在EGFP基因定点整合和表达方面的可行性。结果:构建了能有效切割CHO细胞ACTB基因的CRISPR/Cas9系统,筛选到EGFP定点整合至ACTB基因座并有效表达的细胞,ACTB基因缺失后由于γ-actin代偿性表达增强,ACTB缺失细胞形态和生长未受影响。结论:单纯依靠基因编辑技术可以实现1 kb以内的基因同源置换,但效率较低,如实现更大片段的外源基因置换,需借助其它实验技术。     

一种大肠杆菌快速连续CRISPR基因组编辑的新策略

【背景】通过CRISPR结合λ-Red同源重组技术进行染色体编辑是大肠杆菌遗传改造的重要手段。虽然目前已经有多个以CRISPR为基础的大肠杆菌基因组编辑策略,但这些方法往往涉及单独质粒消除、多片段组装等过程,存在效率低、操作繁琐、耗时长等问题。【目的】建立一种基于不同温度敏感程度的多种质粒协同使用的大肠杆菌快速、连续、高效的CRISPR基因组编辑方法,提高CRISPR在大肠杆菌基因编辑过程中的效率。【方法】将传统CRISPR方法中使用的pTarget质粒改造为RK2ts型温敏型质粒,并采用pTW-A/S两种抗性标记质粒交替使用的方法消除假阳性,实现质粒消除与下一步基因组编辑同步进行。【结果】在相同温度下RK2ts型质粒先于pSC101ts型质粒发生丢失,从而能够选择性缺失RK2ts型质粒pTW-A/S。同时实现pTW-A/S质粒的消除和下一轮基因整合过程中质粒与打靶片段的转入。利用该方法基因敲除/整合效率高达100%。通过对菌株BP01基因Bspan D与asp A进行高效连续整合,构建得到菌株BP03,成功提升产物β-丙氨酸的产量。【结论】建立起一种新的高效、方便、灵活的CRISPR/Cas9介导的大肠杆菌基因组连续编辑策略。通过这种不同温度敏感程度的多种质粒协同使用方法,一方面解决了传统方法中质粒消除繁琐等问题,另一方面也避免了大质粒多片段连接等步骤,并极大地缩短了实验周期,为代谢工程菌株改造提供有力工具。     

少孢节丛孢中CRISPR/Cas9基因编辑系统的建立及6-甲基水杨酸合酶新活性位点的发现

以捕食线虫真菌少孢节丛孢Arthrobotrys oligospora YMF 1.03170为研究材料,通过优化sgRNA 表达驱动体系 tRNA^Gly,构建CRISPR/Cas9基因编辑系统,成功获得基因定点编辑菌株。将该CRISPR/Cas9系统与同源重组相结合,可精确地对两个目的氨基酸编码基因同时进行定点置换。结合代谢图谱及前体化合物饲喂实验,发现6-甲基水杨酸合酶编码蛋白新的活性位点Arg17、Arg18、His33和His34。本研究将CRISPR/Cas9基因编辑系统应用在少孢节丛孢中,并成功建立基因编辑精细体系,为快速构建少孢节丛孢的遗传转化体系和研究该菌的基因功能提供有效方法。     

一种高效无选择标记的黑曲霉基因组编辑方法

黑曲霉(Aspergillus niger)是一种重要的工业生产菌株,被广泛地应用于生产酶制剂和有机酸,但仍需要进行基因组改造提高它的应用潜力。CRISPR/Cas9技术是一种被广泛采用的黑曲霉基因组编辑技术,但由于需要在基因组中整合选择标记或基因编辑效率还有待提高,影响了其在工业菌株改造中的应用。本研究建立了一种基于CRISPR/Cas9技术的高效无选择标记的基因编辑方法。首先,利用5S rRNA启动子启动sgRNA的表达,构建了一个含有AMA1(autonomously maintained in Aspergillus)复制起始片段的sgRNA和Cas9共表达质粒;同时通过敲除kusA基因构建非同源末端连接(non-homologous end joining pathway,NHEJ)修复缺陷的高效同源重组菌株;最后利用含有AMA1片段质粒的不稳定性,通过无抗平板传代丢失含有sgRNA和Cas9共表达质粒。利用该方法,在采用同源臂长度仅为20bp的无选择标记供体DNA进行基因编辑时,基因编辑效率可达到100%。该方法为黑曲霉基因功能的研究和细胞工厂的构建奠定了基础。     

CRISPR/Cas9运输系统的研究进展及其在基因相关疾病方面的应用

CRISPR/Cas9系统是细菌体在长期进化过程中抵御病毒或噬菌体DNA的一种适应性免疫系统。尽管近年来的一些基因编辑技术,如锌指核酸酶、转录激活因子效应物核酸酶等已经给基因编辑带来了许多便利,但CRISPR/Cas9系统以其独特的优势,给基因编辑领域带来了革命性的变化。CRISPR/Cas9系统在生物研究、基因相关疾病的治疗、疾病的基因水平研究等多方面都有广泛的应用。综述近年来CRISPR/Cas9运输系统的研究进展及其在基因缺陷疾病方面取得的应用成果,分析慢病毒和腺相关病毒运载基因编辑元件的利弊,并探讨CRISPR/Cas9系统在基因编辑效率方面的影响因素及仍然存在的问题。