一种快速检测CLN6模型小鼠基因型的方法——高分辨率熔解曲线分析法

目的建立利用高分辨率熔解曲线（HRM）分析快速鉴定CLN6（神经元蜡样脂褐质沉积症,ceroid—lipofuscinosis,neurona16）小鼠（c2硒基因移码突变）基因型的方法。方法根据NCBI公布的小鼠cln6序列（NC00075）设计HRM引物和测序引物,然后采用HRM技术获得高分辨熔解曲线鉴定实验小鼠基因型,同时通过直接测序法进行验证,评价其灵敏性和准确性。结果181只实验小鼠经HRM检测,共有野生型11只、Cln6基因突变杂合子73只和纯合子97只,HRM结果和直接测序结果完全一致,准确性为100％。结论HRM方法检测DNA微小突变时具有操作简便、快速、灵敏,单管避免污染以及准确度高等优点,值得推广。     

利用CRISPR/Cas9系统在小鼠胚胎干细胞中进行miR-22的功能研究

旨在构造neomycin筛选标记的sgRNA表达载体,并利用CRISPR/Cas9技术构建miR-22缺失的小鼠胚胎干细胞,探究miR-22在小鼠胚胎干细胞中的调控作用。首先通过点突变、搭桥PCR等手段,构造neomycin筛选标记的sgRNA表达载体,并获得靶向敲除miR-22的sgRNA表达载体,电转至稳转Cas9的小鼠胚胎干细胞中;其次经药物筛选、基因型鉴定等步骤筛选miR-22纯合缺失的小鼠胚胎干细胞。RT-qPCR手段证实miR-22在小鼠胚胎干细胞中被成功敲除,纯合突变体的比例约为6.67%。此外,miR-22缺失并未影响胚胎干细胞的细胞形态以及Oct4、Sox2和Nanog等干性基因的表达。因此,miR-22对小鼠胚胎干细胞的干性维持并非必需,而对胚胎干细胞谱系分化和命运决定的影响还有待进一步研究。     

利用CRISPR/Cas9技术产生肌肉特异表达Cas9的小鼠胚胎

目的通过CRISPR/Cas9技术获得肌肉特异性表达Cas9蛋白小鼠胚胎,为建立肌肉特异表达Cas9小鼠动物模型奠定基础。方法设计小鼠Rosa26位点sgRNA并通过体外酶切验证活性,同时使用同源重组构建肌肉特异性同源打靶载体;通过显微注射将Rosa26sgRNA与Cas9蛋白注射到小鼠胚胎,通过PCR及测序检测胚胎的编辑情况,同时移植到假孕母鼠体内,待其生产;将同源打靶载体与Rosa26sgRNA和Cas9一起注射到小鼠胚胎,通过PCR检测整合情况。结果体外酶切实验表明,体外转录的sgRNA与Cas9蛋白联合可对靶位点产生编辑作用;成功构建了肌肉特异性同源打靶载体Donor-SP-px459;通过原核注射获得Rosa26基因编辑胚胎,经移植获得Rosa26基因编辑小鼠;注射同源打靶载体后,成功获得肌肉特异表达Cas9蛋白的基因打靶小鼠胚胎。结论利用CRISPR/Cas9技术,成功获得Rosa26基因编辑胚胎和小鼠,并获得了肌肉特异性表达Cas9蛋白小鼠胚胎,为利用基因打靶构建肌肉特异表达Cas9的小鼠动物模型奠定基础。     

高分辨率熔解曲线分析法检测结直肠癌KRAS基因突变

目的:采用高分辨率熔解曲线分析法检测结直肠癌中KRAS基因突变,探讨其用于临床检测的可行性。方法:首先用高分辨率熔解曲线分析法检测64例结直肠癌患者KRAS基因第2外显子的突变情况,再用直接测序法对结果进行验证。结果:通过高分辨率熔解曲线分析法检测,发现有23例KRAS基因突变(35.9%),经直接测序法验证,证实所有患者的突变情况与高分辨率熔解曲线法的结果完全一致;共检测出6种KRAS突变类型,G12D(GGT>GAT)的突变率最高(47.8%),G12D、G12V和G13D等3种常见突变型占总突变数的78.3%。结论:与直接测序法相比,应用高分辨率熔解曲线分析法检测KRAS基因突变具有操作简单快捷、结果准确、成本低的优点,适合应用于临床检测。     

Lefty1对小鼠胚胎干细胞分化过程的影响

目的:研究Lefty1在小鼠胚胎干细胞分化过程中的作用。方法:根据染色质免疫沉淀测序结果,在临近Lefty1转录起始位点以及与之相距10 kb的上游区域有TGF-β信号通路Smad2/3蛋白的四个结合区域,通过CRISPR/Cas9方法获得四个区域敲除的单克隆细胞,利用荧光实时定量PCR(qRT-PCR)检测各细胞中Lefty1的转录水平,并用TGF-β信号通路的激活剂AC和抑制剂SB分别处理敲除的细胞,检测其对TGF-β信号的响应,最后通过胚状体形成实验,检测敲除细胞系在中内胚层分化过程中的标志分子Gsc和Mixl1的表达。结果:利用CRISPR/Cas9方法成功获得不同区域敲除的单克隆细胞,与野生型E14细胞相比,四种区域敲除的细胞中Lefty1 RNA含量明显降低,并且在干细胞状态和分化状态下,敲除细胞系对TGF-β信号的响应减弱。在胚状体形成的实验中,与野生型E14细胞相比,敲除细胞系在分化过程中Lefty1表达的基础水平明显降低,中内胚层分化的标志分子Gsc和Mixl1转录水平也明显下降。结论:在胚胎干细胞中,Lefty1转录起始位点附近以及上游10 kb的这四段区域通过TGF-β信号通路对Lefty1的转录发挥调控作用,从而影响中内胚层分化过程中的标志分子Gsc和Mixl1的表达。     

稳定表达Cas9蛋白的SW620细胞株构建

摘要 目的：建立稳定表达Cas9蛋白的SW620人结肠癌细胞系的单克隆细胞株,提高基因编辑效率,为利用基于CRISPR/Cas9技术的高通量筛选结肠癌相关致病基因提供细胞工具。方法：用Cas9慢病毒侵染SW620细胞系,用致死剂量的puro筛选5-7天,通过有限稀释法获得单克隆细胞株。提取单克隆细胞基因组进行Sanger测序,筛选出含有Cas9基因序列的单克隆细胞株。利用基于SSA修复荧光素酶的报告系统检测单克隆细胞株中Cas9的编辑活性,并通过细胞增殖实验检测Cas9蛋白的表达是否影响细胞增殖。结果：获得了两个表达Cas9蛋白的SW620单克隆细胞株,并通过Sanger测序验证了Cas9序列;荧光素酶报告系统检测显示单克隆细胞株的Cas9蛋白有较高的编辑活性;细胞增殖实验显示Cas9蛋白的表达对SW620增殖活性影响不大。结论：本研究利用慢病毒感染的方式,构建了稳定表达Cas9蛋白的SW620单克隆细胞株,为后续大规模筛选与人结肠癌相关的基因突变提供了细胞工具。     

应用CRISPR/Cas9技术构建YOD1基因敲除小鼠

目的:应用CRISPR/Cas9技术构建去泛素化酶YOD1基因敲除小鼠。方法:针对YOD1基因设计单链向导RNA(sg RNA)识别序列,构建sg RNA质粒,与Cas9质粒体外转录、纯化后注射入受精卵,通过PCR和测序验证得到F0代阳性小鼠。配繁两代后,取同窝对照的野生型(WT)和敲除(KO)小鼠的主要组织器官研磨,使用免疫印迹(WB)技术检测各组织YOD1蛋白的表达,确证YOD1敲除小鼠模型是否成功建立。统计YOD1杂合子(HET)自交存活后代各基因型比例,分析是否有胚胎致死表型。解剖小鼠分析主要组织器官的表型,进一步利用H.E.染色分析KO小鼠是否存在自发的病理改变。通过血糖耐受实验(GTT)分析KO小鼠的血糖调控能力。结果:基因组测序和WB检测结果显示KO小鼠中YOD1被明显敲除,YOD1敲除小鼠模型成功建立。YOD1杂合子自交后代各基因型比例符合孟德尔定律,提示KO小鼠非胚胎致死。YOD1敲除小鼠肝脏显著小于WT小鼠。GTT结果表明敲除YOD1不影响小鼠的血糖稳态。结论:应用CRISPR/Cas9技术成功构建YOD1基因敲除小鼠。KO小鼠正常出生,无任何胚胎发育缺陷。与WT小鼠相比,KO小鼠肝脏显著减小,但无显著的自发病理变化,KO小鼠血糖控制亦无显著差异。     

应用高分辨率熔解曲线分析石蜡标本中KRAS基因突变

目的:KRAS基因在结直肠癌患者突变率为30％～50％,并且KRAS基因状态与抗EGFR抗体疗效的密切相关.常用的直接测序法其检测灵敏度低、容易出现假阴性结果.采用高分辨率溶解曲线分析法检测结直肠癌中KRAS基因突变,探索其应用于临床检测的可行性.方法:本文收集20例结直肠癌患者石蜡包埋组织标本,应用高分辨率熔解曲线方法检测KRAS基因突变(2,3号外显子).将KRAS基因突变型DNA(p.G12D)和野生型DNA梯度混合稀释,突变型DNA浓度分别为40％、20％、10％、2％,进行高分辨率熔解曲线方法进行检测,并将扩增产物进行直接测序,比较两种方法的灵敏度.结果:在20例结直肠癌患者中检出5例2号外显子突变,p.G12D 2例,p.G12V 2例,p.G13D 1例,3号外显子未检出突变.HRM方法检测基因突变的检出限可达2％,直接测序法检测基因突变的检出限为20％.结论:HRM法比直接测序法灵敏度高,能精确检测出结直肠癌石蜡标本中低浓度的KRAS突变,有望应用于临床基因突变检测.     

采用CELⅠ酶粗提物高效鉴定CRISPR/Cas9介导的基因突变

CRISPR/Cas9是新兴的基因组编辑技术,该技术操作简单、效率高,已成为目前最主流的基因组编辑技术。利用该技术进行突变体创制,对基因功能研究和育种应用具有重要的意义,而快速、高效、低成本的基因编辑个体鉴定是其中的重要环节。本研究对影响CELⅠ粗提物鉴定CRISPR/Cas9介导的水稻基因编辑个体的条件,包括蛋白用量及作用时间、PCR反应缓冲液等条件进行了探索,并将整个检测体系集成于一管操作。同时,采用CELⅠ粗提物检测了CRISPR/Cas9介导水稻stn1突变的T_0代植株及后代,对杂合突变、纯合突变及双等位突变的鉴定策略进行了探讨;该方法检测正确率经测序验证达100%。上述结果表明,采用CELⅠ粗提物检测突变体与已有方法比较具有廉价、快速和高效的特点。     

基于CRISPR/Cas9技术构建Plin1基因敲除小鼠模型及表型分析

利用CRISPR/Cas9技术构建纯合围脂滴蛋白(Plin1)基因敲除小鼠模型,并初步分析其表型.针对Plin1基因2号外显子前后序列设计sgRNA并构建表达载体,体外转录获得sgRNA后与Cas9蛋白混合,显微注射至小鼠受精卵中并进行胚胎移植.出生小鼠经测序及PCR基因型鉴定获得Fo代阳性小鼠;令Fo代小鼠与野生型小...     

应用CRISPR/Cas9技术制备Ace2基因敲除小鼠模型及基因型的鉴定

本研究旨在应用CRISPR/Cas9技术高效构建Ace2 (angiotensin-converting enzyme 2)基因敲除小鼠模型,并繁殖、鉴定及验证Ace2基因敲除小鼠。通过构建靶向敲除Ace2基因的载体,体外将Cas9 mRNA和向导RNA (guide RNA, gRNA)显微注射到小鼠受精卵中,通过PCR和TA克隆测序对小鼠Ace2基因的第3至18号外显子删除情况进行检测和鉴定,繁育Ace2基因敲除小鼠并利用qRT-PCR和Western blot方法验证获得的Ace2~(-/Y)小鼠主要脏器中Ace2 mRNA和蛋白表达情况。结果显示,顺利构建表达gRNA载体并体外转录,成功将有活性的gRNA和Cas9 mRNA直接注射入受精卵,获得6只阳性F0代初建鼠,PCR和基因测序鉴定表明成功删除了小鼠Ace2基因的第3至18号外显子;F0代鼠与野生型鼠回交,得到3只阳性F1代鼠,再与野生型鼠相交配得到的后代为F2代,在F2代中选择Ace2~(-/+)雌性杂合子鼠与野生型鼠交配,获得F3代Ace2~(-/Y)雄性纯合子小鼠。qRTPCR和Western blot结果表明,F3代Ace2~(-/Y)小鼠肾脏和肺中未检测到Ace2 mRNA和蛋白表达。本方法通过CRISPR/Cas9技术成功制备了Ace2基因敲除小鼠模型,为进一步研究Ace2基因功能奠定了基础。     

利用CRISPR/Cas系统快速高效构建血友病乙小鼠模型

血友病乙是由凝血因子Ⅸ(Factor Ⅸ,FⅨ)缺乏或功能缺陷导致的出血性疾病,为伴X染色体隐性遗传病。小鼠模型对于血友病乙的研究具有十分重要的意义,而基因组编辑技术又为小鼠模型的构建提供了一种快捷而且高效的途径。本文利用CRISPR/Cas系统,在小鼠FⅨ基因第8外显子上选择靶位点,将Cas9 mRNA和带有靶位点的sgRNA显微注射到C57BL/6品系小鼠的受精卵中,获得基因修饰的小鼠。利用高分辨率熔解曲线分析(High resolution melting, HRM)技术进行精确基因分型,并通过测序验证,在60只小鼠中,总共有51只小鼠的靶位点发生了突变,突变率高达85%,其中雄鼠的突变率为79.5%,雌鼠的突变率为95.2%;未检测到非目标位置的基因编辑脱靶。凝血活性实验显示,突变小鼠的FⅨ活性值(Factor Ⅸ coagulant activity, FⅨ: C)是非突变小鼠的6.82%,大大低于非突变小鼠,表明突变小鼠的凝血活性缺失。本研究表明,利用CRISPR/Cas系统成功构建了人类血友病乙遗传病小鼠模型。     

利用CRISPR/Cas9多基因编辑系统在水稻中快速引入遗传多样性

成簇的规律间隔的短回文重复序列(CRISPR)-核酸内切酶9(CRISPR/Cas9)系统已经成为许多物种特定基因组编辑的强大工具.利用CRISPR/Cas9多基因编辑系统成功构建共敲除水稻(Oryza sativa)中8个农艺性状基因的载体.通过遗传转化实验和DNA测序,发现8个基因在T_0代有较高的突变效率,并且T_0代突变株的突变类型包括杂合突变和纯合突变.此外,还在T_0代突变株中发现了纯合的六突突变株、七突突变株、八突突变株.由于T_0代植物中获得丰富的突变体组合类型,因而,观测到靶基因多样的突变表型.该研究表明,CRISPR/Cas9系统在作物育种过程中快速引入遗传多样性方面的潜力.     

利用HRM技术区分ob糖尿病小鼠不同基因型

ob/ob小鼠是糖尿病相关研究中使用最广泛的动物模型之一,近年来,市场需求呈上升趋势。与野生型小鼠相比,其瘦素蛋白基因105号密码子发生CT点突变,导致不能产生正常的瘦素蛋白。该模型4周前外观表型与野生型无异,而ob/ob纯合子不育,因而在繁殖建系过程中,需要通过基因型鉴定纯合、杂合和野生三种基因型。该文建立了基于高分辨率溶解曲线分析(high resolution melting analysis,HRM)的基因型鉴定方法,基因型分型结果与常规PCR加酶切方法一致,也与DNA测序结果吻合;通过该方法分型后获得纯合子小鼠外观表型、血糖浓度参数符合预期。该方法较常规方法省时、高效、节省实验成本,可用于大规模ob小鼠繁殖中的基因型鉴定。     

全基因组蛋白质的标签细胞和小鼠资源库建设

小鼠是最广泛使用的模式生物,构建基因改造的小鼠模型是研究基因功能和疾病发生机制的重要手段.从20世纪80年代发展至今,小鼠基因改造技术更新迭代,主要包括胚胎干细胞介导的同源重组策略、配子介导的转基因策略、以及最新基于CRISPR/Cas9技术的遗传改造策略等.由我国科学家自主研发的全新小鼠基因改造技术——"人造精子细胞...     

利用CRISPR/Cas9技术建立敲除JAK2基因K562细胞系

目的:利用CRISPR/Cas9技术对K562细胞系JAK2基因进行编辑,构建JAK2基因敲除的K562细胞系。方法:使用CRISPR在线设计工具,针对JAK2基因设计sgRNA,构建Cas9-sgRNA共表达质粒。使用第二代慢病毒包装系统包装慢病毒并感染K562细胞,提取细胞基因组DNA,Sanger测序和TA克隆检测基因编辑活性。无限稀释法将编辑阳性的细胞接种于96孔板并扩培得到单克隆细胞株,提取基因组DNA,Sanger测序和TA克隆分析敲除JAK2单克隆细胞的基因型。结果:成功构建靶向敲除JAK2基因的lentiCRISPRv2-sgRNA3-1质粒。优化方案得到低细胞毒性高转染效率的感染K562细胞慢病毒量。CRISPR/Cas9系统成功在JAK2基因sgRNA3-1识别位点发挥基因组编辑活性,获得纯合敲除JAK2基因细胞株K562-JAK2~(-/-)(两个等位分别发生移码突变,预期编码没有功能的JAK2蛋白)。结论:CRIAPR/Cas9系统通过慢病毒感染方式获得JAK2基因纯合敲除的K562细胞株,该细胞模型可用于研究在慢性髓系白血病中JAK2基因的作用,为构建K562敲除其他基因细胞系提供实验依据,为探究造血分化机制的研究奠定实验基础。     

基于新的CRISPR/Cas9技术实现斑马鱼LHX9基因的快速编辑及对F0突变体性腺发育的初筛

目的:CRISPR/Cas9系统在斑马鱼的反向遗传学中的到了广泛应用,但突变基因的表型观察往往需要在突变鱼系的F1中进行,费时较长。LHX9作为LIM家族的一种转录因子,在胚胎早期的泌尿生殖嵴中有广泛分布;且LHX9基因敲除的小鼠存在性腺发育不良。本研究拟通过一种新的CRISPR/Cas9基因编辑技术,采用四条sgRNA对LHX9基因进行VASA转基因斑马鱼的基因敲除,以观察该基因缺陷对斑马鱼性腺发育的影响。方法:利用新的CRISPR/Cas9技术,设计四条针对斑马鱼LHX9基因3号外显子的20bp的sgRNA,通过非克隆体外转录得到靶位点的四条sgRNA。将以上靶位点的四条sgRNA与Cas9核酸酶蛋白同时注射入单细胞期的斑马鱼胚胎内,利用PCR鉴定突变型类型和突变比例。通过对LHX9基因突变体的VASA转基因斑马鱼进行荧光观察,发现LHX9基因缺陷的斑马鱼性腺发育的情况。结果:靶向Exon 3的四条sgRNA可成功编辑斑马鱼LHX9基因,敲除效率高达82%,Sanger测序发现产生10种不同的移码突变类型。通过该方法对VASA转基因斑马鱼的LHX9基因进行编辑,发现LHX9基因突变导致dph6的的斑马鱼原始生殖细胞增殖和迁移受到影响。结论:基于4条sgRNA注射的CRISPR/Cas9技术,可以快速地产生具有突变表型的G0斑马鱼,具有应用潜力。LHX9基因敲除导致原始生殖细胞的发育和迁移受到影响,提示该基因参与了斑马鱼早期性腺的发育。     

一种利用CRISPR/Cas9对细胞添加生物条形码的新方法

旨在利用CRISPR/Cas9对细胞添加不同的生物条形码(Barcode),实现对细胞进行不同的标记。将生物条形码序列、条件诱导性Cas9序列及相应的sg RNA序列通过PB酶整合到细胞中,诱导Cas9表达之后对生物条形码序列测序分析细胞的标记情况。所设计的生物条形码含有6个相互重叠的sg RNA识别位点,这种设计可以使条形码序列只会被Cas9切割一次。结果显示,所设计的生物条形码序列在N2a细胞中经Dox诱导之后能够高效地被Cas9切割,所挑的9个克隆中,生物条形码序列有9种不同的基因型。含有受loxp-stop-loxp调控表达Cas9的序列及生物条形码序列的E14胚胎干细胞经Cre诱导之后,挑单克隆测序分析显示,21株细胞中仅2株单克隆细胞生物条形码保持原来的基因型,另外19株有18种不同的基因型。成功建立了可进行时空调控地在细胞内高效添加特异且相对稳定的生物条形码标记的方法。     

骨形态发生蛋白9基因敲除小鼠的构建

目的运用CRISR/Cas9技术敲除小鼠基因组中Bmp9基因片段,构建Bmp9基因敲除小鼠。方法根据Bmp9基因的外显子序列,设计一段sgRNA并合成。sgRNA体外转录后和Cas9mRNA混合后显微注射受精卵细胞,注射后的受精卵细胞移植至受体动物获得子代小鼠。提取子代小鼠基因组DNA测序鉴定其基因型。基因型鉴定正确的小鼠与野生型交配后筛选纯合子小鼠。同时取纯合子小鼠心脏、肝、脾、肺、肾,匀浆后提取总RNA和总蛋白,通过qPCR、WB和免疫组化检测BMP9在各组织中的表达。结果设计并合成20bp的sgRNA并进行体外转录,显微注射并回植后得到基因突变小鼠,连续交配后得F2代纯合子。测序结果显示,突变小鼠存在两种基因型,一种为5bp缺失突变,另一种为13bp缺失并伴有1bp插入突变。与野生型C57BL/6相比,qPCR、WB和免疫组化结果均表明基因敲除小鼠肝中BMP9表达显著降低。结论利用CRISPR/Cas9技术成功构建出了BMP9基因敲除小鼠。     

利用CRISPR/Cas9技术构建CTCF蛋白降解细胞系

CTCF是脊椎动物关键的绝缘子蛋白,在细胞生命过程中发挥重要作用,敲除CTCF基因会导致小鼠胚胎死亡。为进一步探讨CTCF的功能,本文利用CRISPR/Cas9介导的同源重组,在内源性CTCF表达框上游敲入一个有丝分裂期降解结构域(Mitosis-special degradation domain, MD),该结构域可以带动CTCF融合蛋白在M期降解。作为对照,将MD结构域的第42位的精氨酸突变为丙氨酸,形成无降解活性的MD^*,可使MD^*-CTCF融合蛋白始终稳定存在。将嘌呤霉素与融合蛋白同时表达,即可利用抗生素筛选,高效地筛选到纯合克隆。利用蛋白印迹技术和免疫荧光检测3种细胞在不同细胞周期的CTCF蛋白变化情况,发现MD-CTCF细胞系CTCF蛋白含量约为野生型细胞的10%,MD^*-CTCF细胞系的CTCF含量与野生型没有显著差别;通过流式细胞术观测降解CTCF对细胞的影响,发现MD-CTCF细胞系G1期明显延长。总之,利用CRISPR/Cas9技术在CTCF表达框上游高效地插入MD,首个CTCF特异性降解的人类细胞系获得成功构建。