同源重组及非同源末端连接修复途径介导的基因编辑:CRISPR技术的认知、应用及展望

CRISPR系统具有精确识别及剪切特异性DNA序列功能而被开发成一种高效的基因编辑工具。它以成本低廉、操作简便、效率高及通用性广等优势,成为新一代最具代表性的基因编辑技术。在应用中,CRISPR系统可在特定靶点形成DNA双链断裂,继而诱导同源重组(HDR)或非同源末端连接修复(NHEJ),为基因组定向改造与调控带来了革命性的突破。该文将对近年来生物科学领域中发展迅猛的研究工具CRISPR/Cas系统进行介绍,包括其结构、作用原理、类型及应用等,并重点阐述同源重组或非同源末端连接修复途径介导的基因定向编辑技术及应用。     

CRISPR/Cas9系统在基因组DNA片段编辑中的应用

源于细菌和古菌的Ⅱ型成簇规律间隔短回文重复系统[Clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/CRISPR-associated nuclease 9 (Cas9),CRISPR/Cas9]近年被改造成为基因组定点编辑的新技术。由于它具有设计简单、操作方便、费用低廉等巨大优势,给遗传操作领域带来了一场革命性的改变。本文重点介绍了CRISPR/Cas9系统在基因组DNA片段靶向编辑方面的研究和应用,主要包括DNA片段的删除、反转、重复、插入和易位,这一有效的DNA片段编辑方法为研究基因功能、调控元件、组织发育和疾病发生发展提供了有力手段。本文最后展望了Ⅱ型CRISPR/Cas9系统的应用前景和其他类型CRISPR系统的应用潜力,为开展利用基因组DNA片段靶向编辑进行基因调控和功能研究提供参考。     

植物基因组中微型反向重复转座元件研究进展

微型反向重复转座元件(miniature inverted repeat transposable element,MITE)是一类特殊的转座元件,在结构上与有缺失的DNA转座子相似,但具有反转录转座子高拷贝数的特点.MITE时常与基因相伴,对基因调控可能起重要作用,因此,MITE正逐渐成为基因和基因组进化及生物多样性研究的一种重要工具.本文综述了植物基因组MITE的结构、分类、活性及其应用研究进展.     

原生动物基因组转座元件的研究进展

转座元件是一类广泛分布于真核生物的可移动的遗传因子, 可以引起基因重组和变异, 在物种进化及遗传改良中起着重要作用。针对近年来原生动物全基因组序列中大量发现的转座元件, 文章着重比较了转座元件在锥虫、利什曼虫、微孢子虫、变形虫和滴虫基因组序列中的存在种类、分布特征及其功能意义。原生动物转座元件以LINE 和SINE为主, 其次是DNA转座元件和LTR反转座元件, 部分转座元件在高A+T含量区富集, 预示着转座元件与基因组序列A+T含量有着紧密联系。根据不同种微孢子虫基因组之间转座元件的差异, 推测在微孢子虫基因组进化过程中, 至少经历了一次转座元件的丢失事件。最后对转座元件在原生动物寄生虫的进一步研究和应用作了展望。     

诺贝尔化学奖授予CRISPR-Cas9基因编辑研究

2020年，诺贝尔化学奖授予现在德国马普感染生物学研究所工作的法国科学家Emmanuelle Charpentier和美国加州大学伯克利分校的?Jennifer Doudna，表彰她们发明CRISPR基因编辑方法。她们揭示了Cas9具有RNA介导的DNA 核酸内切酶活性，可以切断任意DNA双链，产生DNA双链断裂。她们还指出CRISPR具有在活细胞中修改基因的能力，利用CRISPR-Cas9编辑工具人们可以精确改变细胞中的DNA。由于简单、高效、廉价等特征，CRISPR已经成为全球最为流行的基因编辑技术，被称为编辑基因的“魔剪”。本文介绍两位诺贝尔化学奖获得者的研究成果，总结CRISPR系统的发现过程，并概述CRISPR-Cas9的功能以及应用。     

CRISPR-Cas9研究进展及在基因治疗上的应用

CRISPR-Cas9[Clustered regularly interspaced short palindromic repeats（CRISPR）/CRISPR-associated （Cas）9]是近年兴起的一种高特异性和高效的基因编辑新技术,由向导RNA（single guide RNA,sgRNA）和cas9（CRISPR-associated 9）蛋白组成,引起DNA位点特异性双链断裂（double-strand breaks,DSBs）,引发同源重组修复（homology-directed repair,HDR）或非同源末端连接修复（non-homologous end joining,NHEJ）,达到靶基因修饰的作用。CRISPR-Cas9技术自发现以来,因其便于操作、花费较低、高特异性、可同时打靶任意数量基因等优点而被应用。近年研究显示,对于一些遗传性疾病,可通过CRISPR-Cas9精确的基因编辑破坏致病的内源基因、改正引起疾病的突变体或插入新的保护性基因进行治疗,该技术为基因治疗开启了一个新方向。主要从CRISPR-Cas9结构、作用机制及在疾病基因治疗上的应用等方面进行了综述。     

CRISPR-Cas9基因编辑技术在病毒感染疾病治疗中的应用

CRISPR-Cas9基因编辑技术是基于细菌或古细菌CRISPR介导的获得性免疫系统衍生而来,由一段RNA通过碱基互补配对识别DNA,指导Cas9核酸酶切割识别的双链DNA,诱发同源重组或非同源末端链接,进而实现在目的DNA上进行编辑。病毒通过特异的受体侵染细胞,其基因组在细胞内发生复制、转录、翻译等过程完成其生活周期,某些DNA病毒或逆转录病毒基因组会整合到宿主基因组中。基因治疗是病毒感染疾病治疗的新趋势。因此,基因编辑技术在持续感染的病毒或潜伏感染病毒疾病治疗中具有重大的潜在意义。文章主要从CRISPR-Cas9作用机制以及在病毒感染疾病治疗中的应用等方面进行了综述。     

CRISPR/Cas系统的研究进展及前沿应用

CRISPR/Cas系统作为一种高效的基因组编辑工具,已经被广泛地研究和应用于各个领域。CRISPR/Cas系统已从最初的CRISPR/Cas9发展到现在的CRISPR/Cas12a、CRISPR/Cas13a、CRISPR/dCas等十多种基因编辑系统;从原来的靶向作用于DNA到现在的除了靶向作用于DNA和RNA外,还能应用于转录调控、DNA循环等无需基因编辑的领域。CRISPR/Cas系统以往存在的诸多局限性正在被一个一个突破,该系统的应用已经进入了一个新的时代。本文对CRISPR/Cas系统近些年的发展情况以及新发现的各种CRISPR/Cas系统做了一个总结,并列举了各个系统最新的应用情况。     

水稻基因组上一个Ds切离及其双位点插入行为的分子鉴定

玉米转座元件Ac/Ds是hAT转座子家族的成员, 导入水稻基因组后具有转座活性, 尽管转座机制还不完全清楚, 但它们通常经保守的非复制型“剪切-粘贴”过程转座。研究表明, 在Ac编码的转座酶作用下, Ds从原位点切离后常优先重新插入到连锁位点。文章利用TAIL-PCR技术从水稻一个Ds插入突变体及其回复突变体中分离Ds侧翼序列, 结合生物信息学分析方法, 对Ds在突变体上插入位点、回复突变体内切离足迹和重新插入位点进行了分子鉴定。结果显示, 突变体中Ds从3号染色体切离后, 在原插入位点残留了8 bp足迹序列(CATCATGA), 引起Ds标记基因外显子和内含子数目增加, 从而影响基因结构。切离后的Ds重新插入回复突变体第2和第6号染色体上, 分别编码烟草胺氨基转移酶和衰老相关蛋白的2个基因的编码区。因此, 典型的“剪切-粘贴”机制不能完全解释Ds的转座行为, Ds转座存在“剪切-复制-粘贴”的特点。     

工业微生物代谢途径调控的基因敲除策略

基因敲除技术是一项重要的分子生物学技术,在工业微生物代谢工程中具有广泛应用。以下从基因敲除技术的遗传重组原理出发,总结了基因敲除策略的类型、特征和应用,重点介绍了采用线性双链DNA的λRed同源重组系统、使用环状质粒载体介导的单交换或双交换同源重组策略以及采用转座酶介导的转座重组等几种主要的基因敲除方法,进一步展望了基因敲除技术的发展前沿和应用前景。     

CRISPR⁃Cas9技术在植物次生代谢物生产中的研究进展

基因编辑（gene editing）技术可以对目的基因进行定点插入、敲除和置换。基于CRISPR-Cas9的基因编辑技术是继锌指核酸酶和转录激活样效应物核酸酶之后的第3代基因编辑技术。近年来,CRISPR-Cas9系统作为研究的热点被广泛应用于医学、药学、植物学、动物学和微生物学等领域,但其在植物次生代谢物领域的应用还处于探索时期。阐述了基于CRISPR-Cas9基因编辑技术的发展历程、工作原理和几种常用的基因编辑方法及其应用实例,总结了CRISPR-Cas9技术在对植物次生代谢产物研究方面的应用。利用CRISPR-Cas9系统可对植物基因组进行定点敲除、突变和插入,以达到提高植物次生代谢物含量、改良作物品质和提高植物抗性等目的。该技术已在植物次生代谢物生物合成关键酶基因的编辑等方面显示出越来越重要的作用。     

High-Efficiency Targeted Editing of Large Viral Genomes by RNA-Guided Nucleases

A facile and efficient method for the precise editing of large viral genomes is required for the selection of attenuated vaccine strains and the construction of gene therapy vectors. The type II prokaryotic CRISPR-Cas (clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)-associated (Cas)) RNA-guided nuclease system can be introduced into host cells during viral replication. The CRISPR-Cas9 system robustly stimulates targeted double-stranded breaks in the genomes of DNA viruses, where the non-homologous end joining (NHEJ) and homology-directed repair (HDR) pathways can be exploited to introduce site-specific indels or insert heterologous genes with high frequency. Furthermore, CRISPR-Cas9 can specifically inhibit the replication of the original virus, thereby significantly increasing the abundance of the recombinant virus among progeny virus. As a result, purified recombinant virus can be obtained with only a single round of selection. In this study, we used recombinant adenovirus and type I herpes simplex virus as examples to demonstrate that the CRISPR-Cas9 system is a valuable tool for editing the genomes of large DNA viruses.     

Harnessing Type I and Type III CRISPR-Cas systems for genome editing

CRISPR-Cas (clustered regularly interspaced short palindromic repeats-CRISPR-associated) systems are widespread in archaea and bacteria, and research on their molecular mechanisms has led to the development of genome-editing techniques based on a few Type II systems. However, there has not been any report on harnessing a Type I or Type III system for genome editing. Here, a method was developed to repurpose both CRISPR-Cas systems for genetic manipulation in Sulfolobus islandicus, a thermophilic archaeon. A novel type of genome-editing plasmid (pGE) was constructed, carrying an artificial mini-CRISPR array and a donor DNA containing a non-target sequence. Transformation of a pGE plasmid would yield two alternative fates to transformed cells: wild-type cells are to be targeted for chromosomal DNA degradation, leading to cell death, whereas those carrying the mutant gene would survive the cell killing and selectively retained as transformants. Using this strategy, different types of mutation were generated, including deletion, insertion and point mutations. We envision this method is readily applicable to different bacteria and archaea that carry an active CRISPR-Cas system of DNA interference provided the protospacer adjacent motif (PAM) of an uncharacterized PAM-dependent CRISPR-Cas system can be predicted by bioinformatic analysis.     

CRISPR-derived genome editing technologies for metabolic engineering

In metabolic engineering, genome editing tools make it much easier to discover and evaluate relevant genes and pathways and construct strains. Clustered regularly interspaced palindromic repeats (CRISPR)-associated (Cas) systems now have become the first choice for genome engineering in many organisms includingindustrially relevant ones. Targeted DNA cleavage by CRISPR-Cas provides variousgenome engineering modes such as indels, replacements, large deletions, knock-in and chromosomal rearrangements, while host-dependent differences in repair pathways need to be considered. The versatility of the CRISPR system has given rise to derivative technologies that complement nuclease-based editing, which causes cytotoxicity especially in microorganisms. Deaminase-mediated base editing installs targeted point mutations with much less toxicity. CRISPRi and CRISPRa can temporarily control gene expression without changing the genomic sequence. Multiplex, combinatorial and large scale editing are made possible by streamlined design and construction of gRNA libraries to further accelerates comprehensive discovery, evaluation and building of metabolic pathways. This review summarizes the technical basis and recent advances in CRISPR-related genome editing tools applied for metabolic engineering purposes, with representative examples of industrially relevant eukaryotic and prokaryotic organisms.     

CRISPR-Cas系统及anti-CRISPR蛋白在微生物中的研究进展

CRISPR-Cas (clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISP) and CRISPR associated proteins)系统是细菌用来防御病毒、质粒等外源核酸入侵的一种获得性免疫防御系统。随着研究的深入,CRISPR-Cas系统已发展为一种重要的基因编辑工具,并成功应用于动物、植物和微生物的基因改造中。但该基因编辑方法有时存在基因脱靶效应,从而限制了其推广应用。最近,通过将1种新发现的抗CRISPR蛋白(Anti-CRISPR protein,ACP)与CRISPR-Cas系统相结合,已成功开发出可控制基因脱靶效率的CRISPR-Cas基因编辑工具。本文首先对CRISPR-Cas系统及ACP进行了简要介绍,然后就CRISPR-Cas基因编辑工具及ACP在微生物基因改造的应用现状进行了综述,并对ACP介导的CRISPR-Cas基因编辑方法(ACP-CRISPR-Cas)在微生物基因编辑中的应用前景进行了讨论。     

Implementing CRISPR-Cas technologies in conventional and non-conventional yeasts: Current state and future prospects

Within five years, the CRISPR-Cas system has emerged as the dominating tool for genome engineering, while also changing the speed and efficiency of metabolic engineering in conventional (Saccharomyces cerevisiae and Schizosaccharomyces pombe) and non-conventional (Yarrowia lipolytica, Pichia pastoris syn. Komagataella phaffii, Kluyveromyces lactis, Candida albicans and C. glabrata) yeasts.Especially in S. cerevisiae, an extensive toolbox of advanced CRISPR-related applications has been established, including crisprTFs and gene drives. The comparison of innovative CRISPR-Cas expression strategies in yeasts presented here may also serve as guideline to implement and refine CRISPR-Cas systems for highly efficient genome editing in other eukaryotic organisms.     

基于CRISPR/Cas系统的DNA碱基编辑技术及其在生物医学和农业中的应用

近年来,基于成簇的规律间隔短回文重复序列及其相关系统(Clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated protein,CRISPR/Cas)的基因编辑技术飞速发展,该系统可以利用同源定向重组(Homology directed repair,HDR)来完成其介导的精准编辑,但效率极低,限制了其在农业和生物医学等领域上的推广应用。基于CRISPR/Cas系统的DNA碱基编辑技术作为一种新兴的基因组编辑技术,能在不产生双链断裂的情况下实现碱基的定向突变,相对于CRISPR/Cas介导的HDR编辑具有更高的编辑效率和特异性。目前,已开发出了可将C碱基突变为T碱基的胞嘧啶碱基编辑器(Cytidine base editors,CBE),将A碱基突变为G碱基的腺嘌呤碱基编辑器(Adenine base editors,ABE),以及可实现碱基任意变换和小片段精准插入和缺失的Prime编辑器(Prime editors,PE)。另外,能实现C到G颠换的糖基化酶碱基编辑器(Glycosylase base editors,GBE)以及能同时编辑A和C两种底物的双碱基编辑器也已被开发出来。文中主要综述了几种DNA碱基编辑器的开发历程、研究进展及各自优点和局限性;介绍了DNA碱基编辑技术在生物医学以及农业中的成功应用案例,以期为DNA碱基编辑器的进一步优化和选择应用提供借鉴。