炭疽芽胞杆菌A16D2株BA2380基因缺失突变株的构建

本课题组早期研究结果表明,炭疽芽胞杆菌BA2380蛋白可能与炭疽芽胞杆菌毒力有关,因而有必要对其功能进行深入研究。选取炭疽芽胞杆菌A16D2株为出发菌株,以其BA2380基因为目的缺失基因,参照A16D2株基因组序列及质粒pSET4s序列,利用软件设计上下游同源臂及抗性基因引物,用本实验室改造的“Golden Gate”克隆方法将3个片段同时连入温敏型穿梭载体pKMBK中(本实验室构建的受体质粒),从而构建基因打靶质粒。将该基因打靶质粒导入炭疽芽胞杆菌A16D2感受态细胞中,利用同源重组原理,筛选获得炭疽芽胞杆菌A16D2 BA2380基因缺失突变株,并对其进行验证。结果验证了本课题组构建的“Golden Gate”克隆体系进行多片段克隆的高效性,也为后续探索其基因功能奠定了基础。     

体内遗传标记成团肠杆菌固氮质粒pEA9

用卡那霉素抗性（Kan^r)基因对成团肠杆菌固氮质粒pEA9进行活体遗传标记。将来自质粒pEA9的3.0kb片段(nif ENX)克隆到pBR322载体中,再将卡那霉素抗性(Kan^r)基因插入到3.0kb的片段中,构建成供体质粒pST5。将该质粒转化到含有待标记质粒pEA9的E.a.339菌株中,然后在AP培养基中消除供体质粒,筛选得到40个失去了pST5并保持卡那霉素抗性的克隆,分析表明它们不是质粒pEA9和pST5的共整合体,而是卡那霉素抗性基因通过两个质粒在nifENX区域内的DNA间的同源重组整合到了质粒pEA9上。     

人FasL基因转染成熟树突状细胞对T淋巴细胞增殖和凋亡的影响

探讨转染人FasL基因的成熟树突状细胞(DC)对异体T淋巴细胞增殖和凋亡的影响,为实现临床器官移植免疫耐受提供初步实验依据.从健康成年人外周静脉血中获得成熟树突状细胞.将人FasL基因成功转染成熟树突状细胞,检测其表面分子的表达和自身凋亡情况,并对其抗原递呈功能进行分析.从异体健康成人外周血中获取T淋巴细胞,将转染成功的树突状细胞与T淋巴细胞混合培养,检测其对T淋巴细胞增殖和凋亡的影响.结果表明:人FasL基因转染没有明显影响成熟树突状细胞表面分子CD40、CD80、CD86和HLA-DR的表达;没有诱导树突状细胞自身发生凋亡;没有影响DC的抗原递呈功能.转染FasL基因后的树突状细胞使异体T淋巴细胞刺激指数明显下降,凋亡增加.因此认为,人FasL基因转染对成熟树突状细胞的表面分子表达、自身凋亡、抗原递呈等生物学性状无影响;转染FasL基因的树突状细胞使异体T淋巴细胞的增殖能力减弱,并能明显诱导T淋巴细胞凋亡.     

利用高效CaCl2转化法实现质粒的共转化

为了提高共转化的效率,对《分子克隆》中感受态制备和CaCl2转化法加以改良,发展了CaCl2和MgCl2介导的高效的感受态制备和转化方法,转化效率高达10^8--10^9护转化子/μg DNA,完全可以满足各种转化实验(包括共转化)的要求。使用该法,我们成功地将一个受体质粒和供体质粒共转化入Cre菌株中,酶切结果证明供体质粒上的hIGF-1(人胰岛素样生长因子-1)基因已经通过Cre酶介导的位点特异性重组连接到受体质粒的特定位点上。     

具潮霉素B抗性的NIH3T3细胞饲养层的制备

[目的]建立具有潮霉素B(hygromycinB)抗性的3T3细胞系,用于转染目的基因(pTRE2-human-Ins)的ES阳性细胞克隆筛选的饲养层。[方法]通过脂质体转染的方法,将含有潮霉素B磷酸转移酶基因(hyg)的质粒pHyg导入NIH3T3细胞中,利用潮霉素B的药物选择特性,对转染细胞进行压力筛选,并对其进行PCR和southernblot鉴定。[结果]经300ug/ml的潮霉素B压力筛选后,获得了抗性细胞克隆。抗性NIH3T3细胞的形态和生长速度与正常NIH3T3细胞没有差异,特异性核苷酸引物检测抗性细胞基因组DNA,可以扩增出相应的核苷酸片段,Southernblot鉴定结果表明潮霉素基因片段已整合入潮霉素抗性NIH3T3细胞。[结论]本实验通过脂质体介导的方法成功地培育了潮霉素B抗性的NIH3T3细胞,为进行目的基因(pTRE2-human-Ins)转染ES细胞的阳性细胞克隆筛选打下了基础。     

稳定整合pTet-on载体小鼠胚胎干细胞株的建立

目的建立稳定整合Tet-on基因的ES-D3细胞系,用于人胰岛素基因(pTRE2-human-Ins)在ES-D3细胞中诱导表达调控的研究。方法通过电穿孔转染的方法,将pTet-on质粒导入ES-D3细胞中,利用G418的药物选择特性,对转染的ES-D3细胞进行压力筛选,用PCR和Southern blot方法进行DNA整合鉴定,并用瞬时转染荧光素酶报告基因(pTRE-Luc)对筛选的Tet-on阳性克隆株的功能进行鉴定。结果经400μg/mL的G418压力筛选后,获得了11个细胞克隆株,特异性核苷酸引物检测细胞基因组DNA,有9个ES-D3细胞株可以扩增出相应的核苷酸片段,部分Tet-on阳性ES-D3株Southern blot鉴定结果表明Tet-on基因片段已整合入ES-D3细胞基因组DNA,荧光素酶报告基因功能鉴定获得1株诱导表达倍率为21.31的ES-D3细胞株,且Tet-on基因阳性ES-D3细胞的形态和生长速度与正常ES-D3细胞没有差异。结论通过电穿孔转染的方法成功地获得1株诱导表达倍率为21.31的高表达ES-D3细胞株,为进行目的基因(pTRE2-human-Ins)在ES-D3细胞中转染和诱导表达打下了基础。     

高通量筛选孤儿受体和膜结合配体的MACS/FACS方法的建立

本文报道了一种用于分离、筛选孤儿受体和膜结合配体的高通量的表达克隆系统(expression cloning system).该系统是以高效表达的逆转录病毒载体为核心,以高通量的磁力分离法（magnetic cell sorter,MACS）和高精确度分选型流式细胞仪（FACS）相结合的独特的筛选方法.具体方法是将配体通过生物反应对固定在磁粒上 （如biotin/streptavidin, Fc/protein A等）.该磁粒的特点是非常微小,相当一个病毒颗粒.当配体蛋白结合到表达受体的BaF3细胞上时,该细胞将停留在MACS磁场中,从而与非受体表达细胞分开.MACS的优点是效率高,可同时操作上亿细胞.这些细胞是无法直接在分选型流式细胞仪上操作的.当这些阳性细胞增殖后,再次用同一配体染色,用更精确的分选型流式细胞仪分离,直至完全纯化.受体基因将用PCR方法,用载体引物克隆.利用该系统可以从1000 000个细胞中筛选出低至2个表达配体/受体的阳性细胞.为验证该系统的可行性,应用该系统在相应的cDNA文库中筛选到2个已知基因的细胞受体.应用诱饵B7-1从人T淋巴细胞cDNA文库中筛选其功能受体CD28.应用B7-H2作为诱饵,从活化的人T淋巴细胞cDNA文库中筛选到ICOS.最终,从纯化的受体表达细胞中分离出受体的cDNA编码序列.这些结果表明,改进的表达克隆系统适合于大规模分离孤儿受体和膜结合配体,以及在后基因组时代用于研究新蛋白的功能.     

基于CRISPR/Cas9技术敲除SAMHD1肝癌细胞系的构建及对增殖的影响

运用CRISPR/Cas9基因编辑技术,建立SAMHD1基因敲除的Huh7细胞系,并检测敲除SAMHD1基因后对人肝癌细胞Huh7细胞增殖的影响.针对SAMHD1基因作用的功能区域,设计靶向SAMHD1的小向导sgRNA(Small Guide RNA).构建lentiCRISPRv2-SAMHDl-gRNA重组质粒转化后测序.筛选稳定敲除SAMHD1的稳定细胞系并测序鉴定.采用克隆形成实验分析基因SAMHD1敲除后肝癌细胞Huh7细胞的增殖能力.测序结果显示lentiCRISPRv2-SAMHDl-gRNA载体构建成功.Western blot结果和测序结果表明成功构建敲除SAMHD1的Huh7稳定细胞系.克隆形成实验结果表明,相对于Huh7-WT细胞,Huh7-KO SA-MHD1的细胞增殖能力增强(P＜0.01).成功构建基于CRISPR/Cas9技术敲除SAMHD1基因的Huh7细胞系,SAMHD1的表达缺失促进肝癌细胞的增殖.     

利用CRISPR/Cas9技术建立敲除JAK2基因K562细胞系

目的:利用CRISPR/Cas9技术对K562细胞系JAK2基因进行编辑,构建JAK2基因敲除的K562细胞系。方法:使用CRISPR在线设计工具,针对JAK2基因设计sgRNA,构建Cas9-sgRNA共表达质粒。使用第二代慢病毒包装系统包装慢病毒并感染K562细胞,提取细胞基因组DNA,Sanger测序和TA克隆检测基因编辑活性。无限稀释法将编辑阳性的细胞接种于96孔板并扩培得到单克隆细胞株,提取基因组DNA,Sanger测序和TA克隆分析敲除JAK2单克隆细胞的基因型。结果:成功构建靶向敲除JAK2基因的lentiCRISPRv2-sgRNA3-1质粒。优化方案得到低细胞毒性高转染效率的感染K562细胞慢病毒量。CRISPR/Cas9系统成功在JAK2基因sgRNA3-1识别位点发挥基因组编辑活性,获得纯合敲除JAK2基因细胞株K562-JAK2~(-/-)(两个等位分别发生移码突变,预期编码没有功能的JAK2蛋白)。结论:CRIAPR/Cas9系统通过慢病毒感染方式获得JAK2基因纯合敲除的K562细胞株,该细胞模型可用于研究在慢性髓系白血病中JAK2基因的作用,为构建K562敲除其他基因细胞系提供实验依据,为探究造血分化机制的研究奠定实验基础。     

Vasorin基因稳定敲除HepG2细胞株的建立及其生物学功能研究

目的:利用CRISPR/Cas9技术建立人Vasorin(VASN)基因稳定敲除的HepG2细胞株,并研究VASN蛋白对细胞增殖和迁移等生物学功能的影响。方法:根据人VASN序列设计向导RNA,将其克隆至表达载体pCas-Guide,获得质粒pCas-gRNA;PCR扩增VASN编码基因左、右同源臂及潮霉素B抗性基因,通过重叠PCR将三者拼接为一条片段,并克隆至载体pBackZero-T,获得质粒pBackZero-T-VASN;上述2种重组质粒共转染HepG2细胞,经潮霉素B筛选,通过基因组PCR、RT-q PCR和Western印迹实验检测VASN基因是否被敲除。利用CCK-8法和Transwell法检测VASN稳定敲除细胞株的增殖和迁移能力。结果:向导RNA表达质粒pCas-gRNA和DNA供体质粒pBackZero-T-VASN构建成功;基因组PCR结果显示,潮霉素B基因正确重组至VASN基因中;RT-PCR显示VASN m RNA水平显著降低,Western免疫印迹结果显示VASN蛋白表达水平显著降低;VASN稳定敲除细胞株的增殖和迁移能力比野生型细胞明显减弱。结论:构建了pCas-gRNA和pBackZero-T-VASN质粒,获得了VASN缺失的细胞株,验证了VASN蛋白参与细胞的增殖和迁移过程,为深度探讨VASN的生物学功能及其分子机制奠定了基础。     

人TNF-α双顺反子逆转录病毒载体的构建及其在成纤维细胞中的表达

利用脑炎心肌炎病毒的内核糖体进入位点连接人ＴＮＦ－αｃＤＮＡ和选择基因ＮｅｏＲ基因,使ＴＮＦ－α及ＮｅｏＲ基因均受控于病毒ＬＴＲ启动子,将两基因同时转录至同一ｍＲＮＡ,从而构建成人ＴＮＦ－α双顺反子逆转录病毒载体ｐＧＣＥＮ／ＴＮＦ－α．在ＬｉｐｏｆｅｃｔＡＭＩＮＥ介导下将其导入包装细胞ＰＡ３１７,Ｇ４１８筛选得单克隆,病毒滴度为１０６ＣＦＵ／ｍｌ重组病毒分泌的细胞株．经ＰＣＲ证明外源基因已整合至细胞基因组,Ｎｏｒｔｈｅｒｎ印迹显示出单一ＬＲＴ转录本．持续Ｇ４１８筛选能明显促进目的基因ＴＮＦ－α的表达．用重组病毒上清感染小鼠成纤维细胞ＮＩＨ３Ｔ３,Ｇ４１８筛选获得的混合抗性克隆持续高表达ＴＮＦ－α,４０Ｇｙγ线照射后能维持高效表达至７ｄ．实验结果表明,含ＩＲＥＳ的双顺反子逆转录病毒载体将是一个很好的基因转移载体．     

基因组编辑技术中供体DNA类型及选择

基因组编辑技术能够实现基因组的精确修饰和改造,是后基因组时代研究基因功能和遗传信息的主要手段。传统的基因打靶技术通过低效率的细胞自发同源重组实现目的基因的定点修饰。真核细胞中DNA双链断裂介导的同源重组效率远高于自发同源重组,利用人工核酸内切酶特异性地在基因组靶序列处引入双链断裂,通过提供适当形式的、含有一定长度同源臂的供体DNA,能够实现相对高效的基因组靶向编辑。本文系统总结了环状质粒、线性化质粒、聚合酶链式反应产物及单链寡聚脱氧核苷酸4种类型的供体DNA在基因组精确编辑研究中的应用及候选原则,以期为以后相关研究中供体DNA的选择、设计提供参考和借鉴。     

High-throughput genome editing in rice with a virus-based surrogate system

With the widespread use of clustered regularly interspaced palindromic repeats (CRISPR)/CRISPR-associated nuclease (Cas) technologies in plants, large-scale genome editing is increasingly needed. Here, we developed a geminivirus-mediated surrogate system, called Wheat Dwarf Virus-Gate (WDV-surrogate), to facilitate high-throughput genome editing. WDV-Gate has two parts: one is the recipient callus from a transgenic rice line expressing Cas9 and a mutated hygromycin-resistant gene (HygM) for surrogate selection; the other is a WDV-based construct expressing two single guide RNAs (sgRNAs) targeting HygM and a gene of interest, respectively. We evaluated WDV-Gate on six rice loci by producing a total of 874 T₀ plants. Compared with the conventional method, the WDV-Gate system, which was characterized by a transient and high level of sgRNA expression, significantly increased editing frequency (66.8% vs. 90.1%), plantlet regeneration efficiency (2.31-fold increase), and numbers of homozygous-edited plants (36.3% vs. 70.7%). Large-scale editing using pooled sgRNAs targeting the SLR1 gene resulted in a high editing frequency of 94.4%, further demonstrating its feasibility. We also tested WDV-Gate on sequence knock-in for protein tagging. By co-delivering a chemically modified donor DNA with the WDV-Gate plasmid, 3xFLAG peptides were successfully fused to three loci with an efficiency of up to 13%. Thus, by combining transiently expressed sgRNAs and a surrogate selection system, WDV-Gate could be useful for high-throughput gene knock-out and sequence knock-in.     

Inter- and intraspecies conjugal transfer of different plasmids in bacilli

Conjugal transfer of plasmid pUB110 between different strains of bacilli was studied. The plasmid transfer was possible not only between various strains of B. subtilis, but also when many other species of bacilli served as recipients. Conjugation of a donor strain B. subtilis 19 (p19pUB110) was accompanied by a transfer of plasmid p19 along with plasmid pUB110 to the B. subtilis recipient strains lacking a large plasmid p19. If, like the donor cells, the recipient B. subtilis strain carried plasmid p19, the frequency of conjugation decreased. The small plasmid pBC16 was also capable of conjugative transfer. However, if this plasmid carried the mob gene with an inverted region, the frequency of its transmission dramatically decreased. If the donor strain contained another small plasmid, pV, which also carried the mob gene, the efficiency of transmission was partially restored.     

快速构建CRISPR/Cas9基因组靶向编辑系统

CRISPR/Cas9核酸酶作为一种新的基因组靶向编辑技术,已成功应用于多种动植物基因组修饰研究. CRISPR/Cas9作用后的阳性细胞筛选和富集是该技术的关键之一. 本研究以鸡EAV-HP（endogenous avian retrovirus-HP）基因和MSTN（myostatin）基因为例,从靶位点的选择、表达载体构建、双基因报告载体构建和核酸酶活性验证4个方面,系统研究了CRISPR/Cas9核酸酶技术平台. 结果表明,利用寡聚核苷酸直接退火方法,构建表达载体和报告载体的阳性率分别高达100%和89.5%. 报告载体的PuroR（puromycin resistant gene）和eGFP（enhanced green fluorescent protein）基因的成功表达表明,构建的CRISPR/Cas9系统能有效切割靶序列,并用于后续阳性克隆的筛选和富集. 本方法摒弃了传统分子克隆的PCR扩增和酶切处理目标基因的方法,而是利用寡聚核苷酸直接退火获得含有黏性末端的目标DNA,简化了载体构建过程,低成本且快速获得CRISPR/Cas9基因组靶向编辑系统.     

Inter- and Intraspecies Conjugal Transfer of Different Plasmids in Bacilli

Conjugal transfer of plasmid pUB110 between different strains of bacilli was studied. The plasmid transfer was possible not only between various strains of B. subtilis, but also when many other species of bacilli served as recipients. Conjugation of a donor strain B. subtilis 19 (p19 pUB110) was accompanied by a transfer of plasmid p19 along with plasmid pUB110 to the B. subtilis recipient strains lacking a large plasmid p19. If, like the donor cells, the recipient B. subtilis strain carried plasmid p19, the frequency of conjugation decreased. The small plasmid pBC16 was also capable of conjugative transfer. However, if this plasmid carried the mob gene with an inverted region, the frequency of its transmission dramatically decreased. If the donor strain contained another small plasmid, pV, which also carried the mob gene, the efficiency of transmission was partially restored.     

鸡源CD40L基因克隆、蛋白表达及生物活性检测

为获得鸡源CD40L (chCD40L) 蛋白,以鸡脾细胞制备cDNA并以之为模板扩增chCD40L基因,构建pFastBac-chCD40L供体重组质粒,转化感受态细胞DH10Bac,通过筛选及鉴定获得Bacmid-chCD40L重组质粒,转入真核表达系统sf9昆虫细胞进行蛋白表达与纯化,获得His-chCD40L蛋白。此外,构建pQM01-chCD40L质粒,转染HEK 293T细胞进行蛋白表达与纯化,获得Strep-chCD40L蛋白。亲和层析纯化的chCD40L蛋白浓度为0.01 mg/mL。为检测chCD40L蛋白的生物活性,分离和培养3周龄SPF雏鸡的法氏囊组织原代细胞,将chCD40L加入细胞培养液刺激细胞增殖,通过Western blotting试验、间接免疫荧光试验、流式细胞术检测,发现该蛋白能够与法氏囊B淋巴细胞表面的CD40结合,说明chCD40L具有生物活性。成功获得chCD40L蛋白,为原代B淋巴细胞体外培养及IBDV野毒分离与诊断奠定了基础。     

针对miR-221基因干扰慢病毒载体的构建及其有效靶序列的筛选与检测

目的：构建携带人miR-221基因的miRNA干扰慢病毒载体并寻找其有效靶序列,为胶质瘤的研究提供一种新的方法。方法：合成含干扰序列的双链DNAoligo直接连入酶切后的RNA干扰载体上。将产物转入细菌感受态细胞,对长出的克隆进行PCR鉴定,阳性克隆即为目的基因RNA干扰慢病毒载体质粒。再将目的基因与目的载体分别进行双酶切,纯化酶切产物后进行定向连接,其产物转入细菌感受态细胞,再对PCR鉴定阳性的克隆进行测序和分析比对,比对正确即为融合蛋白过表达质粒载体,然后将两种质粒共转染入293T细胞,用westernbolt法检测其有效敲减靶序列。结果：重组质粒经测序鉴定证明各转录模板完整、正确插入到相应质粒中,共转染后发现编号为PscSI576的靶点干扰效果最好。结论：本实验成功构建了人miR-221基因的RNA干扰慢病毒载体,并找到了有效的干扰靶序列。     

针对miR-221 基因干扰慢病毒载体的构建及其有效靶序列的 筛选与检测

目的:构建携带人miR-221基因的miRNA干扰慢病毒载体并寻找其有效靶序列,为胶质瘤的研究提供一种新的方法。方法:合成含干扰序列的双链DNAoligo直接连入酶切后的RNA干扰载体上。将产物转入细菌感受态细胞,对长出的克隆进行PCR鉴定,阳性克隆即为目的基因RNA干扰慢病毒载体质粒。再将目的基因与目的载体分别进行双酶切,纯化酶切产物后进行定向连接,其产物转入细菌感受态细胞,再对PCR鉴定阳性的克隆进行测序和分析比对,比对正确即为融合蛋白过表达质粒载体,然后将两种质粒共转染入293T细胞,用westernbolt法检测其有效敲减靶序列。结果:重组质粒经测序鉴定证明各转录模板完整、正确插入到相应质粒中,共转染后发现编号为PscSI576的靶点干扰效果最好。结论:本实验成功构建了人miR-221基因的RNA干扰慢病毒载体,并找到了有效的干扰靶序列。