Cas9蛋白变体VQR高效识别水稻NGAC前间区序列邻近基序

成簇的规律间隔短回文重复序列及CRISPR相关蛋白(clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated 9, CRISPR/Cas9)系统是近年来发展起来并被广泛应用的第三代基因组编辑工具。但是,该系统的酿脓链球菌Cas9(Streptococcus pyogenes, SpCas9)仅能识别NGG前间区序列邻近基序(protospacer adjacent motif, PAM),极大地限制了基因组编辑的范围。SpCas9变体VQR(D1135V/R1335Q/T1337R)在水稻中可识别NGAA、NGAG和NGAT PAM,但尚不清楚是否能识别NGAC PAM。本研究利用改进后的CRISPR/VQR系统对水稻中3个相对低效的VQR靶位点NAL1-Q1、NAL1-Q2和LPA1-Q进行了编辑,结果表明改进后的CRISPR/VQR系统可以高效编辑这3个靶位点,编辑效率分别为9.75%、43.90%和29.26%。为了明确改进后的CRISPR/VQR系统对NGAC PAM的识别情况,本研究选择水稻叶片宽度调控基因NARROW LEAF 1 (NAL1)中的NAL-C位点和蜡质合成基因GLOSSY1 (GL1)中的GL1-C位点进行基因编辑,并获得57株转基因水稻。靶位点PCR扩增及测序结果表明,NAL1-C和GL1-C靶标位点突变的植株分别为27株和44株,突变率分别为47.36%和77.19%;其中NAL1-C/GL1-C双突变植株为26株,双突变率为45.61%。进一步分析表明,CRISPR/VQR系统造成的突变有4种类型,分别为杂合突变、双等位突变、嵌合体突变和纯合突变,其中以杂合突变和双等位突变为主。这些结果表明,改进的CRISPR/VQR系统可以高效编辑水稻NGAC PAM位点,并产生丰富的突变类型。本研究为水稻及其他植物相关基因NGAC PAM位点的编辑提供了理论依据。     

机器学习方法在CRISPR/Cas9系统中的应用

基于CRISPR/Cas9系统介导的第三代基因组定点编辑技术,已被广泛应用于基因编辑和基因表达调控等研究领域。如何提高该技术对基因组编辑的效率与特异性、最大限度降低脱靶风险一直是该领域的难点。近年来,机器学习为解决CRISPR/Cas9系统所面临的问题提供了新思路,基于机器学习的CRISPR/Cas9系统已逐渐成为研究热点。本文阐述了CRISPR/Cas9的作用机理,总结了现阶段该技术面临的基因组编辑效率低、存在潜在的脱靶效应、前间区序列邻近基序(PAM)限制识别序列等问题,最后对机器学习应用于优化设计高效向导RNA (sgRNA)序列、预测sgRNA的活性、脱靶效应评估、基因敲除、高通量功能基因筛选等领域的研究现状与发展前景进行了展望,以期为基因组编辑领域的研究提供参考。     

CRISPR-Cas基因编辑系统升级:聚焦Cas蛋白和PAM

以CRISPR-Cas (clustered regularly interspaced short palindromic repeats and CRISPR associated proteins)系统为代表的基因编辑技术的出现极大地促进了人类改造自然界物种的能力。在医疗、工业、农业等多个研究领域,基因编辑技术正在被广泛应用。Cas蛋白是CRISPR-Cas系统的功能蛋白,不同类型的Cas蛋白在其自身活性、识别位点、切割末端、RNA需求等方面具有不同的特性。PAM (protospacer adjacent motif)是靶位点附近的若干个碱基,对Cas蛋白识别靶序列至关重要,也是CRISPR-Cas系统发挥功效的关键特性之一。目前已有多种不同的PAM鉴定方法被报道。本文对Cas蛋白的寻找、Cas蛋白突变体筛选及PAM的确定方法(含PAM谱拓展)进行了综述,以期为新型基因编辑工具的发展和优化提供借鉴。     

一种新型的CRISPR/Cas9-hLacI双链DNA供体适配基因编辑系统

在CRISPR/Cas9系统介导的基因编辑中,借助于双链DNA （double-stranded DNA,dsDNA）供体模板的重组效应能够实现对目标基因组靶位点的精确编辑和基因敲入,然而高等真核生物细胞中同源重组的低效性限制了该基因编辑策略的发展和应用。为提高CRISPR/Cas9系统介导dsDNA供体模板的同源重组效率,本研究利用大肠杆菌（Escherichia coli）乳糖操纵子阻遏蛋白LacI与操纵序列LacO特异性结合的特点,通过重组DNA技术将密码子人源化优化的阻遏蛋白基因LacI分别与脓链球菌（Streptococcus pyogenes）源的SpCas9和路邓葡萄球菌（Staphylococcus lugdunensis）源的SlugCas9-HF融合表达,通过PCR将操纵序列LacO与dsDNA供体嵌合,构建了新型的CRISPR/Cas9-hLacI供体适配系统（donor adapting system,DAS）。首先在报告载体水平上对Cas9核酸酶活性、DAS介导的同源引导修复（homology-directed repair,HDR）效率进行了验证和优化,其次在基因组水平对其介导的基因精确编辑进行了检测,并最终利用CRISPR/SlugCas9-hLacI DAS在HEK293T细胞中实现了VEGFA位点的精确编辑,效率高达30.5%,显著高于野生型。综上所述,本研究开发了新型的CRISPR/Cas9-hLacI供体适配基因编辑系统,丰富了CRISPR/Cas9基因编辑技术种类,为以后的基因编辑及分子设计育种研究提供了新的工具。     

CRISPR/Cpf1单碱基编辑系统的构建及应用

作物的优良性状往往来自于其相应基因的单个碱基突变,而传统育种无法轻易获得此种定向单碱基变异。单碱基编辑技术是以成簇规律间隔短回文重复序列（clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR?associated proteins,CRISPR/Cas）系统为基础改良的一项基因编辑技术,该技术可在不造成DNA双链断裂的情况下对靶序列上的特定碱基进行定向替换。为拓展单碱基编辑技术在作物中的识别范围,利用来自Francisella novicida细菌的FnCpf1核酸酶及胞嘧啶脱氨酶APOBEC1对单碱基编辑系统进行改良,并针对玉米BT2基因靶位点构建相应载体,通过瞬时转化手段检测其编辑能力。检测结果发现9种碱基变化类型,其中靶位点5′端第11个碱基的胞嘧啶转化为腺嘌呤,位点编辑效率达到2.5%。结果表明该系统能够识别“TTN”作为原型间隔序列毗邻基序（protospacer?adjacent motif,PAM）并对靶位点进行单碱基编辑,为单碱基编辑识别范围的拓展提供了研究思路。     

谷氨酸棒杆菌中胞嘧啶碱基编辑工具的PAM拓展

碱基编辑是一种新兴的基因组编辑技术，具有不产生双键断裂、不依赖同源重组且不需要添加外源模板的优势，在真核及原核生物中得到了广泛的开发与应用。为了进一步扩展碱基编辑技术在谷氨酸棒杆菌中的基因组覆盖范围，本研究将3种PAM限制较为宽松的新型Cas9突变体应用于胞嘧啶碱基编辑工具中，分别为近乎PAMless的SpRY突变体（NRN>NYN PAM）、SpG突变体（NGN PAM），以及ScCas9++蛋白（NNG PAM），实现对碱基编辑工具的PAM拓展。结合SpRY突变体的碱基编辑系统展示出了更宽松的PAM识别，除对CAT、CAC、TAA PAM的位点完全没有编辑外，对其他NRN种类的PAM位点均出现了不同程度的识别，但整体编辑效率低，难以推广应用；结合SpG突变体的碱基编辑系统可实现对所有NGN种类PAM位点的编辑，且编辑效率优于SpRY突变体，但对NGG PAM位点的编辑，相比原始Cas9蛋白，编辑效率下降9.3%-55.9%；结合ScCas9++蛋白的碱基编辑系统，除对TCG、CTG PAM的基因组位点没有编辑外，可实现对其他测试NNG PAM的基因组位点编辑，大部分位点基因组...     

CRISPR-Cas核酸酶及其人工改造变体和单碱基编辑器在植物中的应用

规律间隔成簇短回文重复序列(CRISPR)-CRISPR相关蛋白(Cas)和单碱基编辑器是植物基因编辑的基本工具。来自酿脓链球菌的Cas9(SpCas9)可以识别NGG前间区序列邻近基序(PAM),是一种广泛应用于活细胞基因组编辑的核酸酶。Cas12a核酸酶最近也在多种植物中实现了靶向识别富含T的PAM序列。     

基于CRISPR/Cas系统的单碱基编辑技术研究进展*

基于CRISPR/Cas系统出现的单碱基编辑技术可以实现高效且简便的单个碱基的替换编辑,其原理是将胞嘧啶脱氨酶(cytosine deaminase)或腺苷脱氨酶(adenosine deaminase)与Cas9n(D10A)形成融合蛋白,通过CRISPR/Cas精准识别和定位DNA上的靶位点后,利用胞嘧啶脱氨酶或腺苷脱氨酶将靶点距离sgRNA位点基序(protospacer adjacent motif,PAM)序列端的4~7位的单个碱基发生单碱基转换或颠换。对基于CRISPR/Cas系统的单碱基编辑技术发现的历史、组成和分类、工作原理进行了概述,并总结了该系统最新进展及应用。     

基于CRISPR/Cas系统的单碱基编辑技术研究进展*

基于CRISPR/Cas系统出现的单碱基编辑技术可以实现高效且简便的单个碱基的替换编辑,其原理是将胞嘧啶脱氨酶(cytosine deaminase)或腺苷脱氨酶(adenosine deaminase)与Cas9n(D10A)形成融合蛋白,通过CRISPR/Cas精准识别和定位DNA上的靶位点后,利用胞嘧啶脱氨酶或腺苷脱氨酶将靶点距离sgRNA位点基序(protospacer adjacent motif,PAM)序列端的4~7位的单个碱基发生单碱基转换或颠换。对基于CRISPR/Cas系统的单碱基编辑技术发现的历史、组成和分类、工作原理进行了概述,并总结了该系统最新进展及应用。     

基于CRISPR/Cas9基因编辑技术的人类遗传疾病基因治疗相关研究进展

CRISPR/Cas9系统(常间回文重复序列丛集/常间回文重复序列丛集关联蛋白系统)为靶向基因编辑提供了强大的技术手段.利用序列特异性sgRNA的引导,CRISPR/Cas9系统能够精准地在目标DNA的确切位置导入双链切口.与已有的基因编辑手段相比,该系统具有更优异的简便性、特异性和有效性.目前,大量涉及体内外多物种的CRISPR/Cas9基因编辑研究已充分展示了该技术的巨大潜力,为基于该技术的疾病治疗研究和临床应用带来了希望.基于CRISPR/Cas9基因编辑技术所介导的非同源性末端连接和同源性DNA修复作用,近期多个研究工作已经成功应用该技术修复了包括点突变和基因组缺失等在内的遗传疾病相关基因组缺陷.本综述将总结近期有关利用CRISPR/Cas9基因编辑技术治疗人类遗传性疾病的相关临床前研究进展.     

靶向剪切AAVS1位点CRISPR/Cas9腺病毒系统的构建

本研究拟使用腺病毒介导的CRISPR/Cas9系统靶向剪切AAVS1位点,为实现AAVS1位点基因定点插入奠定基础。设计针对AAVS1位点的gRNA序列,连接到pENTRY-U6-h EF1a-Cas9载体,通过Gateway技术重组到腺病毒骨架质粒pAD,转染293A细胞包装腺病毒。腺病毒感染Hela细胞系,使用T7E1酶切及测序检测AAVS1位点的打靶效率。T7EI酶切结果显示腺病毒介导的CRISPR/Cas9系统剪切效率达到28.5%。腺病毒介导的CRISPR/Cas9系统对AAVS1位点成功实施了剪切,为下一步在Hela细胞内进行基因定点敲入及基因治疗奠定了基础。     

家蚕CRISPR/Cpf1基因编辑系统建立

自CRISPR/Cas9基因编辑系统成功应用于模式生物以来,因其快速、高效、便捷等特点,广泛应用于基因功能研究、基因治疗和基因工程等研究领域。与此同时,CRISPR/Cas系统不断在微生物界的发现也加速了新的基因编辑工具的不断涌现。CRISPR/Cpf1是第二类 (Ⅴ型) 能够编辑哺乳动物基因组的CRISPR系统,相比于CRISPR/Cas9基因编辑系统,能够利用5′T-PAM富集区增加基因组覆盖率,具有其切割位点为粘性末端和更不易同源重组修复等诸多优势。基于此,本研究构建了能够在家蚕细胞表达的3个不同来源的CRISPR/Cpf1 (AsCpf1、FnCpf1和LbCpf1) 表达载体,选择高度保守的家蚕热休克蛋白基因BmHSP60和家蚕ATP酶家族BmATAD3A基因分别设计靶标gRNA,构建gHSP60-266R和gATAD3A-346R基因编辑载体。通过T7E1酶切分析和T克隆测序,鉴定3个Cpf1基因编辑系统AsCpf1、FnCpf1和LbCpf1对靶标基因BmHSP60和BmATAD3A的编辑效率。同时,利用Western blotting分析不同基因编辑系统敲除靶基因后对其BmATAD3A和BmHSP60蛋白翻译的影响。本研究成功构建了家蚕CRISPR/Cpf1基因编辑系统,能够在家蚕细胞中有效编辑家蚕基因组,为家蚕基因功能研究、基因工程和遗传育种开发了新技术与新方法。     

基于CRISPR/Cas系统的多重基因编辑与调控技术

规律成簇的间隔短回文重复序列(clustered regularly interspaced short palindromic repeats, CRISPR)及其相关Cas蛋白所构建的CRISPR/Cas系统是古细菌或细菌中特有的一种获得性免疫系统。研究人员将其开发成基因编辑工具之后,凭借其高效、精准和通用性强等优点迅速成为合成生物学领域的热门研究方向,在生命科学、生物工程技术、食品科学及农作物育种等多个领域引发了革命性的影响。目前基于CRISPR/Cas系统单基因编辑与调控技术日益完善,但在多重基因编辑和调控方面仍存在挑战。本文聚焦基于CRISPR/Cas系统的多重基因编辑与调控技术开发及应用,针对单个细胞内实现多位点基因编辑或调控和细胞群体内实现多位点基因编辑或调控技术,依据作用原理对其进行了系统总结和阐述,包括基于CRISPR/Cas系统的双链断裂、单链断裂以及多重基因调控技术等。这些工作丰富了多重基因编辑与调控的工具,为CRISPR/Cas系统在多领域的应用作出了贡献。     

利用CRISPR/Cas9核酸酶靶向细菌必需基因的特异性抗菌剂研究（英文）

CRISPR/Cas9核酸酶是一种高效和精确的基因组DNA编辑工具。目前,CRISPR/Cas9被开发成一种新型抗菌剂,通过靶向破坏目标基因,例如抗生素耐药基因来诱导细菌死亡。本研究利用CRISPR携带多靶点优势,同时靶向大肠杆菌必需基因gyrA、gyrB和folA,以达到杀菌作用。本设计针对3个内源基因的CRISPR系列载体,分别含有1个、2个或3个靶点。当IPTG诱导Cas9表达后,CRISPR RNA (crRNA)和反式作用CRISPR RNA (trans-activating CRISPR RNA, tracrRNA)复合物募集Cas9切割靶基因,导致细菌死亡。随着crRNA中靶点数量的增加,杀菌效率显著提高。当含有3个靶点的crRNA作用于细菌基因组时,杀菌效率达到99.35%。此外,在存活的大肠杆菌中,crRNA表达质粒的靶序列和直接重复序列发现碱基缺失,而内源靶基因和Cas9基因均未发生突变。最后,该CRISPR系统还应用于其他大肠杆菌实验室菌株和产肠毒素K88菌株,并表现出高效的杀菌作用。我们设计了一种基于CRISPR/Cas9核酸酶的新型抗菌剂,为抗菌剂的研发提供新策略。     

基于CRISPR/cas9系统高效编辑小鼠Galt基因

GALT基因突变是人类I型半乳糖血症的主要病因。拟通过CRISPR/cas9系统打靶小鼠Galt基因以模拟人GALT基因突变,从而为建立精准模拟I型半乳糖血症的动物模型奠定基础。首先分析了我国I型半乳糖血症GALT基因的致病突变位点,并将其定位在小鼠Glat基因上,作为小鼠Galt基因的拟突变位点,然后根据拟突变位点区域的序列设计了sgRNA导向序列,构建sgRNA表达质粒,将其与cas9表达质粒共转染小鼠3T3细胞,通过嘌呤霉素和杀稻瘟菌素筛选阳性转染细胞,提取阳性细胞基因组DNA,PCR扩增打靶位点的DNA片段,通过TA克隆测序鉴定基因编辑情况并分析编辑效率。结果表明,3个sgRNA导向序列均可以通过CRISPR/Cas9系统高效编辑小鼠Galt基因,编辑效率为100%。     

基于CRISPR/Cas9的精准基因编辑技术研究进展

基因编辑技术是一种可以在基因组水平上对DNA序列进行改造的遗传操作技术。基于CRISPR/Cas9系统的精准编辑技术是一个操作方便、应用广泛的基因编辑技术,与传统的CRISPR/Cas9不同,精准基因编辑技术可以在不需要DNA模板的情况下对基因进行定点突变。本文重点介绍了近年来基于CRISPR/Cas9介导的精准基因编辑技术的发展,并深入分析了基因精准编辑技术面临的挑战和机遇。     

CRISPR-Cas系统介导的基因组编辑和基因转录调控

CRISPR是一个特殊的DNA重复序列家族,其基因结构的主体是由同向重复序列(repeat)与间隔序列(spacer)构成的多段R-S结构组成,称为CRISPR基因座(CRISPR locus)。在CRISPR位点的一端存在几组编码蛋白质的基因序列,称为CRISPR相关(CRISPR-associated,Cas)基因,其编码的蛋白质称为CAS蛋白。利用CRISPR-Cas9系统对DNA分子的靶向切割特性,使其可被用于定向的基因修饰。除用于定点的基因编辑,CRISPR-Cas系统也可用于干扰目的基因的转录。     

CRISPR/Cas9技术存在的问题及其改进措施的研究进展

CRISPR/Cas9技术是一种RNA引导的基因组编辑技术,能对基因进行精确性敲除、敲入、替换等,从而实现探究基因功能、修复致病基因等目的。该技术凭借操作简便、价格低廉、可对基因位点进行编辑、可拓展性强等优势,在近几年迅速发展完善,已成为继锌指核酸酶技术和类转录激活因子效应物核酸酶技术之后的第三大基因组编辑技术。在简单介绍CRISPR/Cas9技术的作用机制后,主要针对该技术现阶段面临的精确修复比例低、PAM限制识别序列、脱靶现象、马赛克现象的问题以及相应的改进措施进行阐述,旨在让研究者客观的认识CRISPR/Cas9技术存在的不足之处,为合理使用或改进该技术提供系统的文献综述。     

不同打靶位点影响人诱导多能干细胞MYO7A杂合突变位点的基因校正中CRISPR/Cas9介导的同源重组效率

应用CRISPR-Cas9系统对人诱导多能干细胞（human induced pluripotent stem cells, hiPSCs）进行基因编辑,为疾病模型的建立、致病机制研究、药物筛选及基因校正治疗疾病提供了更广阔的平台。相对于CRISPR-Cas9介导的基因敲除,应用该系统介导的同源重组实现基因点突变或突变校正效率要低、且难度偏大。为了实现对MYO7A杂合点突变（c.4118C>T）的人iPSCs的点突变校正,本文构建了表达maxGFP的pX330质粒。针对需校正的突变位点,设计5组识别序列并连接到maxGFP-pX330中构建靶向质粒。将5组打靶质粒分别转染HEK 293FT细胞48 h,细胞表达GFP;测序结果显示,MYO7A基因相应位点出现杂峰,表明打靶质粒具有打断活性。将同源模版单链寡核苷酸链（single-stranded DNA oligonucleotides, ssODN）与打靶质粒共同电转入人iPSCs后48 h,经流式分选出(5.8±2.2)%的细胞表达GFP。分选后细胞行单克隆扩增并测序。结果显示,打靶质粒1和ssODN组合对点突变校正未成功;打靶质粒2、3、4、5与ssODN组合均获得了校正后的细胞株。本研究表明,打断位点是影响同源重组校正效率的关键因素。当应用CRISPR/Cas9（或其它核酸酶）介导的同源重组进行基因编辑操作时,可以同时选择多个打靶位点造成基因组不同位置上的双链打断（double-stranded break, DSB）位点,以获得目的单克隆细胞株。本研究为应用CRISPR-Cas9系统对人诱导多能干细胞进行基因编辑提供了有力参考。     

利用CRISPR 系统介导人类mir-505基因位点的编辑

目的:通过针对人源mir-505基因,设计不同sgRNA,从而利用CRIPSR系统对mir-505基因位点进行编辑,并探讨CRISPR系统对靶点的剪切效率的影响因素。方法:针对人源mir-505基因设计两条具有不同GC%的sgRNA,随后分别将其构建入41824-sgRNA表达载体和42230-Cas9蛋白/sgRNA共表达载体,并将表达载体利用脂质体转染法转染入人类细胞,通过T7E1assay检测不同CRISPR系统对靶点剪切效率的影响。结果:对靶点的剪切与Cas9蛋白和sgRNA的剂量成正比;当sgRNA与Cas9蛋白共传递时,也能够明显提高靶点的剪切效率;而较低的sgRNA的GC%会降低其对靶点的剪切效率。结论:本研究利用CRISPR系统靶向人源细胞的mir-505基因,使得mir-505基因发生突变。CRISPR系统对靶点的剪切效率和sgRNA和Cas9蛋白的剂量、sgRNA是否和Cas9蛋白共传递以及sgRNA的GC%有关。