金黄花滇百合植株再生与离体快繁技术体系的建立

以金黄花滇百合(Lilium bakerianum var. aureum)的鳞片为外植体, 探讨不同部位外植体和不同配比的植物生长调节剂对愈伤组织诱导和植株再生的影响。研究结果表明, 鳞片诱导愈伤组织和不定芽的最适培养基为MS+1.0 mg?L ^-16-BA+0.1 mg?L ^-1NAA+30 g?L ^-1蔗糖; 不定芽增殖的最适培养基为MS+0.5 mg?L ^-16-BA+0.1 mg?L ^-1NAA+30 g?L ^-1蔗糖; 不定芽诱导小鳞茎的最适培养基为MS+1.0 mg?L ^-1NAA+30 g?L ^-1蔗糖; 小鳞茎膨大生根的最适培养基为1/2MS+0.01 mg?L ^-1NAA+60 g?L ^-1蔗糖。该研究为金黄花滇百合种质资源保护和快速繁殖提供了技术支撑。     

百合叶片愈伤组织的诱导和植株再生

植物名称:百合(Lilium concolor)。材料类别:实生苗叶片切段。将百合种子(来源于日本TAKII种子公司)用水浸泡1d,经70％乙醇处理30s,0.1％升汞溶液灭菌15min,用无菌水淋洗5次后接种于MS培养基上。培养温度25±2℃,光周期12h光照/12h黑暗,光照度1500～2000lx。培养1月后种子萌发,40d后无菌苗高8～10cm,线形叶片宽度2～3mm,叶片淡绿色,于无菌条件下将叶片     

催吐萝芙木离体培养和植株再生体系的建立

为建立催吐萝芙木(Rauvolfia vomitoria Afzel.)的快繁再生体系,以茎段为外植体,比较了植物生长调节剂对其愈伤组织诱导、分化及生根的影响。结果表明,诱导愈伤组织的适宜培养基为MS+2,4-D 1.0 mg L~(–1)+TDZ 0.5 mg L~(–1)或MS+2,4-D2.0 mg L~(–1)+TDZ 0.5 mg L~(–1),出愈率达100%且生长状况良好;诱导丛生芽的最佳培养基为MS+6-BA 3.0 mg L~(–1)+NAA 0.1 mg L~(–1),出芽率为46.6%,平均出芽数为3.04。这为催吐萝芙木的快速繁殖和遗传转化研究奠定了基础。     

草麻黄植株再生体系的建立

目的:以草麻黄的子叶为材料,建立草麻黄植株再生体系.方法:采用组织培养的方法进行了愈伤组织诱导、愈伤组织分化和不定芽生根研究.结果:MS+2,4-D 2.0mg/1+6-BA 1.0mg/l为诱导子叶形成具有分化能力愈伤组织的理想培养基;MS+2,4-D 1.5mg/l+6-BA 1.5mg/l是愈伤组织的最佳继代培养基;MS+IAA 0.2mg/l+TDZ 2.0mg/l是愈伤组织不定芽分化的最佳培养基,分化率为75%;试管苗生根培养基为MS+2,4-D 1.0mg/l.结论:建立了草麻黄子叶再生系统,为开发和保护麻黄野生资源提供一定的材料来源和技术方法.     

天门冬离体快繁技术

以无菌萌发的天门冬(Asparagus cochinchinensis)种子胚轴为外植体,研究植物生长调节物质种类及浓度对愈伤组织诱导、丛生芽分化和植株再生的影响,建立其离体快速繁殖技术。结果表明,愈伤组织诱导的适宜培养基为MS + 6-BA 1.0 mg·L-1 + NAA 0.5 mg·L-1,诱导率95.6;愈伤组织增殖培养基为MS + 6-BA 0.5 mg·L-1 + NAA 2.0 mg·L-1,增殖倍数为9.7;丛生芽诱导培养基为MS + 6-BA 0.5 mg·L-1 + NAA 0.1 mg·L-1 + KT 0.1 mg·L-1,诱导率为91.1;适宜的壮苗培养基为MS + 6-BA 0.2 mg·L-1 + IAA 1.0 mg·L-1;适宜的生根培养基为1/2MS + NAA 2.0 mg·L-1,生根率达84.4。本研究为构建天门冬药材产业化所需种苗生产技术体系奠定了基础。     

睡菜离体快繁技术的研究

以睡菜的幼嫩茎段为外植体,接种到附加不同浓度激素配比(6-BA/NAA)的MS培养基,诱导睡菜愈伤组织、芽及根的生长。研究发现,外植体在1.0mg/L 6-BA+0.1mg/L NAA+MS的培养基上培养10d,可观察到浅绿色的愈伤组织。愈伤组织转接到4.0mg/L 6-BA+0.3mg/L NAA+MS培养基上2周左右可生成芽。对带芽的愈伤组织再进行诱导生根进而形成完整再生植株,最适根诱导培养基为0.3mg/L 6-BA+1.0mg/L NAA+MS培养基。该实验采用植物离体快繁技术成功建立了睡菜再生体系,为睡菜种苗规模化奠定了技术基础。     

黄花补血草愈伤组织的诱导和植株再生

以黄花补血草(Limonium aureum(L.)Hill.)无菌苗为材料,研究了不同激素配比条件下不同外植体愈伤组织的诱导及植株再生.结果表明,黄花补血草无菌苗叶片、叶柄和幼根均可作为离体培养的外植体,但叶片和叶柄的诱导率明显高于幼根.将外植体接种于分别添加0.5 mg/L NAA或1.0 mg/L 2,4-D或0.3-0.5 mg/L 6-BA 0.5-2.0 mg/L NAA的MS培养基上,经过14-28 d培养后,可脱分化产生乳白色、红色或浅绿色颗粒状或致密愈伤组织,频率达到70%以上.在MS 0.3 mg/L 6-BA 1.0 mg/L NAA培养基上,红色和绿色颗粒状愈伤组织经过1-2次继代后,均可分化产生不定芽,进而形成丛生芽,分化率达到100%.将高约3 cm的丛生芽切下,接种于分别添加0.5 mg/L IAA或0.5 mg/L IBA的1/2 MS培养基上可产生不定根,获得完整的再生植株.     

荞麦组织培养及高频植株再生体系的建立

通过对荞麦(Fagopyrum esculentum Moench)不同外植体、不同激素配比的比较研究,建立了荞麦离体培养高效植株再生体系。荞麦子叶切段在含2．0 mg/L 2,4-D和1．0 mg/L 6-BA的MS培养基上愈伤组织诱导率为89．6％,而下胚轴切段在含2．0 mg/L 2,4-D和1．0-2．0 mg/L 6-BA MS培养基上愈伤组织诱导率高达100％。在2．0 mg／L 6-BA、0．1 mg,L IAA和1 mg／L KT的MS培养基上通过愈伤组织间接分化或外植体直接分化形成不定芽。来自子叶和下胚轴的愈伤组织的分化率分别为42．5％和73．6％,下胚轴的分化率明显高于子叶。将生长状态良好的不定芽转至含1．0 mg/L IBA和0．5mg/L NAA的1/2 MS培养基上生根,生根率达到100％。再生植株移栽到盆土中,成活率达91．6％,并且生长状态和特征均表现正常。     

骆驼蓬的组织培养及植株再生

以骆驼蓬(Peganum harmala L)无菌苗下胚轴切段为材料,在不同的培养基上进行愈伤组织的诱导,发现在MS基本培养基附加2．0mg/L 2,4—D、0．5mg／L 6—BA和3％蔗糖时,可100％的诱导出愈伤组织。愈伤组织在附加2．0mg／L 6—BA、0．5mg／L NAA、500mg／L CH和3％蔗糖的MS培养基上诱导出丛生芽,进而发育成苗,苗的分化频率在30％左右。分化苗或其茎切断在附加0．2mg／L IBA、0．2mg/L NAA和3％蔗糖的l／2MS培养基上出现根的分化,分化频率在90％以上。再生植株经炼苗后移栽成活,成活率在80％以上。     

加拿大金露梅离体培养与快繁体系的建立

以加拿大金露梅嫩芽、叶片为外植体进行试验,通过观察确定嫩芽为初代培养的外植体。运用L₉(3⁴)正交试验筛选出最适合的腋芽初代培养、芽苗继代增殖及组培苗生根的最佳培养基,从而为金雨点建立了一套“腋芽诱导—继代增殖—生根培养”的快速繁殖体系。结果表明,诱导腋芽的分化培养基为MS+6-BA 2 mg·L^-1+NAA 0.1 mg·L^-1,其中MS、6-BA和NAA均为诱导的主要因子,影响顺序为MS＞6-BA＞NAA,诱导率达96.33%;继代增殖培养中激素6-BA是影响加拿大金露梅芽增殖生长的主要激素,差异极显著（p=0.000 1）,并且以浓度为2.0 mg·L^-1的增殖效果最好,确定最佳培养基为MS+6-BA 2.0 mg·L^-1+NAA 0.6 mg·L^-1+KT 0.2 mg·L^-1,半月增殖倍数达6.12;对生根培养3种激素（KT、NAA、IBA）进行方差分析, KT和NAA的影响均达到了显著水平(p=0.000 1; 0.001 0),是影响生根的主导因子,而IBA的p值为0.424 5,因此可以忽略其影响,在诱导时确定用NAA和KT两种激素。之后对生根数量、生根率进行多重比较表明最终确定生根培养基为MS+NAA 0.1 mg·L^-1+KT 1.0 mg·L^-1,生根数为8.63条,生根率为95.33%。     

百合(Lilium spp)的组培快速繁殖技术研究

用百合的鳞茎和根尖作为外植体进行组培快速繁殖实验:选用MS培养基为基本培养基,添加不同浓度的激素,接种后进行对照试验。结果表明:鳞茎在所有的外植体中愈伤组织的诱导率最高;百合鳞茎愈伤组织的最佳培养基为MS 6-BA 1.0mg/L NAA 0.5 mg/L。     

马蔺组织培养快繁技术体系研究

以成熟且具活力的马蔺种子为外植体,以MS为基本培养基,与不同浓度比例的2,4-D、BA、NAA、KT等植物生长调节剂构成愈伤组织诱导、分化、生根等培养基的组合方案,对马蔺组织培养快繁技术开展系统研究。结果表明,不同植物生长调节剂组合的培养基对愈伤组织的诱导率有显著影响,MS+2,4-D 4 mg·L^-1+BA2 mg·L^-1、MS+2,4-D 4 mg·L^-1+BA5 mg·L^-1和MS+2,4-D 2 mg·L^-1+KT1.5 mg·L^-1为最佳诱导培养基,诱导出愈率均在58%以上,显著高于其它培养基组合方案（p<0.05）;最佳分化培养基为MS+BA4 mg·L^-1和MS+BA1 mg·L^-1+NAA0.15 mg·L^-1,绿苗分化率高达100%,生长势好,状态叶和分化芽丛质量好;适宜继代增殖培养基为MS+BA2 mg·L^-1+NAA0.1 mg·L^-1、MS+BA1 mg·L^-1+NAA0.2 mg·L^-1;1/2MS为最适宜的生根培养基,1/2MS+IBA0.5 mg·L^-1、1/2MS+IBA0.5 mg·L^-1+NAA0.5 mg·L^-1两种组合也相对较好;试管苗不需炼苗可直接出瓶移栽于V_田土∶V_河沙=2∶1的土壤基质,成活率在95%以上。从而为马蔺提供了一套从“成熟种胚—诱导愈伤组织—绿苗分化—继代增殖—生根—试管苗移栽”等整个过程中各环节的最佳培养基和操作规程的组培快繁体系。     

桂林小花苣苔离体快速繁殖技术

对抗结核植物桂林小花苣苔（Chiritopsis repanda var.guilinensis）进行离体培养与快速繁殖技术研究。结果表明：桂林小花苣苔叶片外植体的最适初代诱导培养基为MS＋0.5mg·L^-16-BA＋0.05mg·L^-1IBA,pH8.0;最适继代增殖培养基为MS＋0.1mg·L^-16-BA＋0.05mg·L^-1IBA,pH6.0,繁殖系数7.0/35天;最适生根培养基为1/2MS＋0.2mg·L^-1NAA,pH6.0,生根率为93.6%。模拟桂林小花苣苔自然生境,在春季对生根试管苗进行大棚移栽,成活率达90%。根据上述快繁技术,理论上每株试管苗每年可繁殖桂林小花苣苔种苗46万株。     

大花卷丹的组织培养及限制生长保存

离体保存是植物种质保存的重要手段之一,为实现对大花卷丹的保护性利用,本文对其组织培养体系及限制生长离体保存技术进行了研究。结果表明,在常温（23±2）℃、光照强度约为40μmol.m-2.s-1、光照时间14h.d-1的条件下,大花卷丹鳞片在MS＋6-BA1.0mg.L-1＋NAA0.2mg.L-1培养基中生长情况较好,能直接诱导芽,且小鳞茎的生长速度较快。将诱导出的小鳞茎切割后,接种到1/2MS＋NAA0.5mg.L-1＋活性炭2g.L-1生根培养基2～3周即能生根,生长状况良好。提高MS培养基中蔗糖达90和110g.L-1时可以抑制其生长,能够保存大花卷丹试管苗10个月,保存过程中生长正常,株高生长缓慢,但根长势较快。在蔗糖浓度90g.L-1基础上再添加30g.L-1甘露醇的培养基能进一步抑制试管苗根的生长。6个月后,转移到正常培养基上培养均能恢复生长,其鳞片在诱导培养基上能正常分化。因此,采用大花卷丹鳞片组织培养可以形成种苗,在培养基中添加高蔗糖浓度和甘露醇可以使其试管苗保存1年以上。     

提高榨菜离体培养植株再生频率

采用榨菜“浙桐1号”品种为材料,以MS为基本培养基,通过对不同植物生长调节剂的组合和不同外植体等主要因素的筛选,大幅度提高了榨菜离体培养植株再生频率。结果表明,2mg／L6．BA 0．2mg／L2,4-D的组合较为适宜,其不定芽再生频率可达50％,且外植体以下胚轴为好：而CPPU和2,4-D的适宜组合为1．5mg／L 0．2mg／L,其不定芽再生频率高达66．67％,最适外植体为带柄子叶。同时,研究结果显示,添加0．25～1mg／L的GA,对榨菜已分化的不定芽的伸长有抑制作用;子叶柄和下胚轴外植体的分化具有极性现象。     

药用植物华泽兰组织培养和快速繁殖

通过比较不同的外植体、植物生长调节剂种类和浓度配比、生根培养基类型以及生根苗的移栽基质,建立华泽兰组织培养快速繁殖体系。结果表明,外植体表面消毒以75%酒精预处理10s,再用0.1%HgCl2浸泡10min,以嫩茎节为外植体诱导效果最好。培养基MS＋6-BA1.00mg.L-1＋IBA0.05mg.L-1利于形成丛生芽,用于继代增殖,30d的增殖系数为9.43;1/2MS＋IBA0.05~0.10mg.L-1适宜诱导生根获得再生植株,生根率100%;生根苗适宜移栽于田园土中,成活率93.3%。     

甜椒的离体培养及建立再生体系研究

以荷兰进口甜椒的子叶和下胚轴为外植体,接种到附加不同植物生长调节剂的培养基上,筛选出MS+6-BA 4.0 mg/L+NAA 0.1 mg/L为子叶和下胚轴最佳不定芽分化培养基;MS+IBA 0.2 mg/L和MS+IBA 0.5 mg/L为最佳不定根分化培养基。     

淡黄花百合的组织培养与快速繁殖

以淡黄花百合的鳞片为外植体进行试管培养,筛选出各培养阶段适宜的培养基分别为:(1)丛生芽诱导,MS 6-BA 2.0 mg/L NAA 0.2 mg/L 蔗糖3%;(2)继代增殖,MS 6-BA 1.5 mg/L NAA 0.1 mg/L 蔗糖3%;(3)生根及小鳞茎生长,1/2 MS NAA 0.5～1.0 mg/L 蔗糖3% 活性碳0.1%,1/2 MS NAA 0.5 mg/L 蔗糖6% 活性碳0.1%.