利用 CRISPR／Cas9敲除大鼠胰岛素受体底物1（Ir s1）基因

目的：为研究胰岛素受体底物1（Irs1）基因与代谢病之间的关系,我们利用CRISPR/Cas9系统敲除大鼠Irs1基因,为研究代谢病提供基因敲除大鼠。方法针对Irs1第一外显子,设计CRISPR/Cas9作用靶点,构建sgRNA表达质粒。利用T7 RNA聚合酶体外转录sgRNA和Cas9。将Cas9 mRNA和sgRNA混合物注射入SD大鼠的受精卵中,实现靶基因敲除。用T7 EN1实验初步检测靶基因的修饰情况,再经过测序分析确定突变。结果获得了5个在Irs1基因突变的首建鼠,突变效率为83％。结论得到了稳定遗传的Irs1基因敲除大鼠。     

针对Fbxl5基因关键结构域F-box的Crispr/Cas9打靶有效性分析

为了在动物体内研究Fbxl5基因是通过什么机制导致斑马鱼心脏出现突变表型,本文利用近几年兴起的CRISPR/Cas9打靶技术建立斑马鱼Fbxl5基因敲除品系。本文将打靶位点定位于Fbxl5的F-box结构域,也就是Fbxl5的第五号外显子上。首先经过基因打靶网站分析筛选出针对Fbxl5基因F-box结构域最适合的打靶位点,扩增出Fbxl5基因CRISPR/Cas9打靶双链DNA,并转录为RNA,与Hcas9共注射至斑马鱼胚胎。最后,在注射48 h后对Fbxl5基因CRISPR/Cas9打靶的有效性进行检测。首先在注射48 h之后收集胚胎提取基因组DNA,用特异性引物进行PCR扩增;将纯化后的Fbxl5基因PCR产物连接到p MD18-T载体,再经质粒提取,测序分析,通过与WT斑马鱼基因组序列进行比对发现Fbxl5-9号在PAM序列AGG下游缺失了4个碱基。证明该CRISPR/Cas9系统在敲除心脏发育候选基因Fbxl5是有效的,该研究为最终获得Fbxl5基因敲除斑马鱼奠定了良好的基础。     

受精卵注射CRISPR/Cas9系统制备基因编辑子午岭黑山羊技术体系的建立

受精卵注射CRISPR/Cas9系统是制备基因编辑动物的有效方法,其中受精卵收集效率、显微注射胚胎存活率及胚胎移植受体妊娠率是关键影响因素.以子午岭黑山羊为研究对象探讨了情期内不同时间点放置CIDR对超数排卵的影响;分析了胚胎供体和受体发情停止时间差异对胚胎移植妊娠率的影响;设计了3个打靶肌肉生长抑制素基因(MSTN)的小向导RNA(sgRNA),并优化了CRISPR/Cas9系统显微注射参数.结果表明,胚胎供体发情停止后第4天放置阴道栓可有效提高黄体数(15.25±3.69)和受精卵数量(13.875±4.015);利用微量注射泵将Cas9mRNA(60 ng/μL)和打靶MSTN基因的sgRNAs(60 ng/μL)混合液注射到受精卵胞质内,注射参数Pi,Ti和Pc分别为300,0.5和60,注射24 h后胚胎分裂率为76.79%.胚胎移植时受体发情结束时间晚于供体发情结束时间12~16 h妊娠率最高(38.46%).本研究共得到19个存活的个体,经TA克隆测序分析,所有个体MSTN打靶位点上均发现碱基的插入或缺失.综上,本研究以子午岭黑山羊为例,建立了受精卵注射CRISPR/Cas9系统制备基因编辑山羊的技术体系,为利用CRISPR/Cas9技术进行山羊的遗传改造奠定了技术基础.     

CRISPR/Cas9高效敲除突触结合蛋白Ⅰ的电生理学研究

研究一种蛋白质在神经元中的功能,最有效的方法之一是在该基因敲除动物的神经元中确认其表型.传统的用胚胎干细胞建立基因敲除动物模型的方法虽然稳定,但是复杂、耗时.近几年来,一种新型基因组编辑技术——CRISPR/Cas9,能够在不分裂的神经元中高效特异地敲除目的基因.本文研究了用CRISPR/Cas9系统敲除突触结合蛋白Ⅰ(synaptotagminⅠ,Syt1)基因后的小鼠海马培养神经元的电生理学特性.我们设计并构建了Syt1单导向RNA(Syt1 sgRNA)的慢病毒载体质粒,并用编码Cas9和Syt1 sgRNA的慢病毒感染培养的小鼠海马神经元,急性敲除神经元中Syt1基因(Syt1 sgRNA组),并用不靶向任何基因的Scramble sgRNA感染神经元作为阴性对照(Scramble组).通过全细胞膜片钳的方法检测单动作电位诱发的兴奋性突触后电流(single AP-eEPSC)、微小兴奋性突触后电流(mEPSCs)、高糖反应测量的即刻可释放囊泡池(RRP)以及10 Hz串刺激测量的囊泡释放概率(P_r).结果显示,Syt1 sgRNA组神经元丧失了Syt1的功能,并且与Syt1敲除(Syt1 KO)小鼠神经元的突触传递表型相似,而Scramble组神经元的各参数和野生型(WT)小鼠神经元相比没有显著性差异.本文为CRISPR/Cas9技术应用于神经元中基因的急性修饰提供了依据.     

基于CRISPR/Cas9系统对斑马鱼hoxb4基因的编辑及其突变体基因型的初筛

采用高效基因编辑系统CRISPR/Cas9构建hoxb4基因敲除斑马鱼模型,进行hoxb4基因功能的研究。根据hoxb4基因的一号外显子的正义链及反义链设计3个长20 bp的sg RNA,分别靶向ExonⅠ的192#位点,244#位点及313#位点。化学合成sg RNA的寡核苷酸序列,经过酶切克隆进p T7-g RNA质粒中,构建g RNA的体外转录载体并通过体外转录得到靶位点的g RNA。将质粒p SP6-2s NLS-sp Cas9线性化然后在体外转录得到Cas9的m RNA并进行加A尾,将以上靶位点的g RNA与Cas9的m RNA共注射入单细胞期的斑马鱼胚胎内,提取基因组DNA,PCR扩增出目的基因片段并使用T7EI酶切测效,最后将PCR产物连入p MD19-T simple载体中,挑取阳性克隆进行菌落PC R鉴定,然后经Sanger测序检测突变类型。结果显示,靶位点的sg RN A寡核苷酸双链成功连入p T7-g RNA质粒中且序列正确;其中靶向ExonⅠ的313#位点的sg RNA可成功编辑斑马鱼hoxb4基因,T7 EⅠ检测其敲除效率高达26.5%,并测序得到4种阳性突变型。通过CRISPR/Cas9系统成功编辑斑马鱼hoxb4基因并测序鉴定其突变类型,为HOXb4基因功能的研究提供了可靠的基因敲除方法。     

斑马鱼miR-196a-1基因敲除品系的构建

microRNA(miRNA)是一类内生的、长度约为19～23个核苷酸的非编码RNA,通过影响mRNA的稳定性和翻译,来参与基因表达的转录后调控。生物信息学分析表明该基因在各个物种中高度保守。为了阐明该基因在肠道发育中的作用,本文利用Cloning free CRISPR/Cas9基因编辑技术构建miR-196a-1基因敲除的斑马鱼品系。首先通过分析软件筛选出斑马鱼miR-196a-1基因的两个敲除位点,两个敲除位点相隔132 bp,利用PCR技术扩增miR-196a-1的向导DNA,再以向导DNA为模板转录得到miR-196a-1的sgRNA,将miR-196a-1基因的sgRNA和Cas9蛋白共同注射到斑马鱼胚胎1细胞期胚胎中。斑马鱼胚胎发育到36 hpf后进行基因编辑的有效性检测,研究结果显示,miR-196a-1基因出现102 bp碱基的缺失,表明CRISPR/Cas9系统对miR-196a-1基因的敲除有效。对其F0代、F1代、F2代进行筛选,成功获得斑马鱼miR-196a-1基因敲除品系,为研究miR-196a-1在肠道发育中的作用奠定了基础。     

靶向miRNA前体不同类型sgRNA的丰度及特异性评估

CRISPR/Cas技术能高效进行基因组定点编辑,但不同细菌来源或人工改造的Cas9以及Cpf1等核酸酶识别的PAM (protospacer adjacent motif)有差异,因此不同的基因编辑核酸酶可能采用不同类型的sgRNAs(small guide RNAs)。MicroRNAs (miRNAs)是一类调控性的小分子非编码RNAs,为了研究miRNA前体中是否可能存在特异性高的sgRNAs靶点,本文利用本课题组前期开发的生物信息学软件CRISPR-offinder,对靶向28 645条miRNA前体的11种不同类型sgRNA的丰度及特异性进行了分析,并利用CRISPR/Cas9慢病毒技术构建了猪miR-302/367基因簇敲除细胞系,对构建的猪miRNA敲除细胞系的效率进行了检测。结果表明,每个miRNA前体中平均存在约8种不同类型sgRNA的靶点;通过评估靶向猪miRNA前体sgRNA的脱靶效应,发现其中特异性高的sgRNA仅占18.2%;通过CRISPR/Cas9慢病毒技术成功构建了猪miR-302/367基因簇敲除细胞系,发现通过该技术构建miRNA敲除细胞系的效率为40%。本研究为利用CRISPR/Cas技术靶向敲除miRNA提供了重要资源。     

斑马鱼心脏发育候选基因Titin-Cap的CRISPR/Cas9打靶有效性分析

CRISPR/Cas9基因打靶技术是近几年发展起来的一种高效率的定向打靶技术,被认为是遗传领域的革命性技术。Titin-Cap基因是本实验室已初步鉴定的斑马鱼心脏发育候选基因,且国内外目前尚无斑马鱼Titin-Cap基因的敲除品系。为了研究Titin-Cap基因在心脏发育过程中的作用机制,我们利用CRISPR/Cas9基因打靶技术建立斑马鱼Titin-Cap基因的敲除品系。测序结果显示,注射了CRISPR/Cas9 gRNA的胚胎出现双峰,说明在打靶位点附近出现了碱基缺失或插入,证明我们设计的gRNA是有效的。对F0代突变体成鱼的筛选中,测序结果同样显示有阳性结果。这些结果说明用CRISPR/Cas9基因打靶技术成功敲除了斑马鱼Titin-Cap基因,获得了Titin-Cap基因敲除的嵌合体斑马鱼。     

CRISPR/Cas9系统介导的地衣芽孢杆菌基因敲除

地衣芽孢杆菌是具有广泛应用的重要工业微生物,迄今为止这一菌株的基因编辑工具仍十分有限。CRISPR(clustered regularly interspaced short palindromic repeats)/Cas9系统已在许多物种中成功应用于基因编辑,然而地衣芽孢杆菌极低的转化和重组效率为CRISPR/Cas9系统在这一宿主中的应用带来障碍。本研究构建了诱导型表达Cas9蛋白的重组质粒,成功实现了CRISPR/Cas9系统介导的地衣芽孢杆菌淀粉酶编码基因amy L的敲除。结果显示,所设计的3个sg RNA均能实现目的基因的有效编辑,基因敲除的成功率分别为58%、39%和37%。淀粉酶基因敲除的重组大肠杆菌生长无显著影响,淀粉酶活力为原始菌的0.86%。以上成果为研究地衣芽孢杆菌的基因功能及通过菌种改造提升这一工业微生物的发酵性能提供了新型、有效的基因编辑工具。     

运用CRISPR/Cas9技术敲除人源黏着斑蛋白基因

目的:建立CRISPR/Cas9n系统,用于敲除人源黏着斑蛋白(VCL)基因。方法:设计一个靶向人源VCL基因第3个外显子的单向导RNA(sgRNA),分别克隆表达载体后,通过慢病毒转入人MDA-MB-231细胞,通过PCR及Western印迹检测细胞株中VCL基因的敲除效果。结果:测序结果显示靶向VCL基因CRISPR/Cas9重组质粒构建成功;PCR产物测序结果表明本次设计的Cas9/sgRNA能够对VCL基因进行编辑敲除;Western印迹显示Cas9-VCL组的MDA-MB-231细胞内VCL表达水平较对照组显著降低。结论:通过CRISPR/Cas9系统获得了靶向VCL基因的重组质粒,构建的重组质粒能有效敲除VCL。     

利用CRISPR/Cas9系统建立Xist基因敲除猪模型

体细胞核移植技术在家畜良种繁育、基因修饰动物生产、濒危动物的拯救和人类疾病的治疗等领域具有重要的应用价值,但目前克隆动物生产效率较低,平均不超过5%。低下的克隆效率极大地限制了该技术的快速发展。在影响克隆猪生产效率的诸多因素中,X染色体的异常失活是导致克隆效率低下的重要原因,而与X染色体失活密切相关的一个重要基因是Xist基因,这表明Xist基因可能直接或间接地影响猪的克隆效率。本文以CRISPR/Cas系统为基础,在Xist基因上设计5个CRISPR/Cas系统打靶位点,并筛选出有效的Target 3、Target 4 sgRNA,在细胞水平切割效率为1%和3%,在胚胎水平为75%和85.7%。同时将有效的sgRNA体外转录并显微注射至胚胎体内,发现Target 3和Target 4组合效果最好,敲除效率为100%。通过胞浆注射和胚胎移植方法生产出6头克隆猪,有2头活仔实现完全敲除。本文成功建立Xist基因敲除猪模型,为后续通过敲除猪Xist基因提高克隆效率的研究奠定了基础。     

敲除ESR1基因对人乳腺癌细胞侵袭能力的影响

目的:建立CRISPR/Cas9系统用于敲除人源雌激素受体α(ERα)基因(ESR1),并利用此细胞模型初步检测ESR1基因对乳腺癌细胞侵袭能力的影响。方法:设计一个靶向人源ESR1基因第2外显子的单向导RNA(sg RNA),分别克隆表达载体后,通过慢病毒转入人乳腺癌细胞株MCF-7,Western印迹检测MCF-7中ESR1基因的敲除效果,通过Transwell、反向侵袭试验观察ESR1基因敲除后对细胞侵袭能力的影响。结果:测序结果显示靶向ESR1基因CRISPR/Cas9重组质粒构建成功;Western印迹显示Cas9-ERα组的MCF-7细胞内ERα表达水平较对照组显著降低;Tanswell、反向侵袭试验证实ESR1基因敲除能够促进乳腺癌细胞的侵袭能力。结论:通过CRISPR/Cas9系统获得了靶向ESR1基因的重组质粒,构建的重组质粒能有效敲除ESR1基因;ERα能够抑制乳腺癌细胞的侵袭能力。     

利用CRISPR/Cas9技术构建基因编辑大鼠模型

RNA介导的CRISPR/Cas9基因编辑系统由单链引导RNA(sgRNA)与核酸酶Cas9构成。在细胞内,sgRNA能够按照碱基互补配对的原则引导Cas9与靶点结合,由Cas9切割目标DNA,造成双链DNA断裂(double stranded break, DSB)。在随后的DNA修复过程中,细胞主要进行非同源末端连接(non-homologous end joining,NHEJ)或在有修复模板存在的情况下进行重组修复(homology directed repair, HDR)。如果将CRISPR/Cas9系统以及修复模板通过显微注射的方式导入大鼠的胚胎内,就能借助细胞的修复机制实现大鼠胚胎的基因编辑,由此构建各种基因修饰大鼠模型。本文详细介绍了利用CRISPR/Cas9基因编辑技术构建大鼠模型的具体操作步骤,以期为相关领域的科研人员提供一种大鼠基因修饰模型的构建方法。     

CRISPR/Cas9系统中引导RNA的研究进展

CRISPR/Cas9系统作为重要的一种基因编辑工具,自产生以来广泛应用于各种生物体基因组序列的精确编辑,可在特定位点产生核苷酸的删除、插入或替换,从而改变编码基因的功能。以CRISPR/Cas9为代表的基因编辑技术将应用于包括生物育种在内的各项生物技术领域,产生新一代生物技术产品。目前关于CRISPR/Cas9的研究报道多集中于Cas9蛋白的结构功能,以及CRISPR/Cas9系统的工作原理。引导RNA(Guide RNA)作为CRISPR/Cas9系统的重要组分之一,也是基因编辑技术领域的研究热点,近来有多篇文章报道通过改良引导RNA从而提高CRISPR/Cas9的编辑效率和精确性。对CRISPR/Cas9系统中的引导RNA研究进展进行了综述,围绕引导RNA的序列组成、结构特征以及转录产生方式这3方面内容,有助于全面了解CRISPR/Cas9系统的结构特征,讨论了引导RNA对CRISPR/Cas9基因编辑效率的影响,有利于CRISPR/Cas9系统的使用。最后,展望引导RNA今后的研究发展趋势,旨在解决CRISPR/Cas9目前存在的相关问题,优化出效率更高、精度更高的基因编辑技术。     

利用CRISPR/Cas9技术建立诱导性敲除MEIS1基因的HEK293T细胞株

CRISPR/Cas9是新一代基因组编辑技术,可简便快捷地在哺乳动物细胞对基因进行敲除、敲入。但常规的CRISPR/Cas9表达系统直接转染效果差、病毒包装效率低,极大地限制了CRISPR/Cas9系统的广泛使用。该研究应用Tet-on系统,建立了Dox诱导Cas9表达的293T细胞株,命名为293T-i Cas9。MEIS1(myeloid ectropic viral integration site 1)是TALE(three amino acid loop extension)同源域家族的转录因子,其在白血病发生发展、胚胎造血系统发育及神经系统发育中有重要作用,但其作用机制仍未完全明确。将靶向MEIS1 Exon3的sg MEIS1表达载体转入293T-iCas9,SURVEYOR实验和Western blot检测结果表明,sg MEIS1有效地指导Cas9进行基因组编辑。最终经测序和Western blot结果证明,成功建立了MEIS1敲除细胞株,这为研究MEIS1的功能提供了重要的工具。     

应用CRISPR/Cas9技术制备Ace2基因敲除小鼠模型及基因型的鉴定

本研究旨在应用CRISPR/Cas9技术高效构建Ace2 (angiotensin-converting enzyme 2)基因敲除小鼠模型,并繁殖、鉴定及验证Ace2基因敲除小鼠。通过构建靶向敲除Ace2基因的载体,体外将Cas9 mRNA和向导RNA (guide RNA, gRNA)显微注射到小鼠受精卵中,通过PCR和TA克隆测序对小鼠Ace2基因的第3至18号外显子删除情况进行检测和鉴定,繁育Ace2基因敲除小鼠并利用qRT-PCR和Western blot方法验证获得的Ace2~(-/Y)小鼠主要脏器中Ace2 mRNA和蛋白表达情况。结果显示,顺利构建表达gRNA载体并体外转录,成功将有活性的gRNA和Cas9 mRNA直接注射入受精卵,获得6只阳性F0代初建鼠,PCR和基因测序鉴定表明成功删除了小鼠Ace2基因的第3至18号外显子;F0代鼠与野生型鼠回交,得到3只阳性F1代鼠,再与野生型鼠相交配得到的后代为F2代,在F2代中选择Ace2~(-/+)雌性杂合子鼠与野生型鼠交配,获得F3代Ace2~(-/Y)雄性纯合子小鼠。qRTPCR和Western blot结果表明,F3代Ace2~(-/Y)小鼠肾脏和肺中未检测到Ace2 mRNA和蛋白表达。本方法通过CRISPR/Cas9技术成功制备了Ace2基因敲除小鼠模型,为进一步研究Ace2基因功能奠定了基础。     

利用CRISPR/Cas9核酸酶靶向细菌必需基因的特异性抗菌剂研究（英文）

CRISPR/Cas9核酸酶是一种高效和精确的基因组DNA编辑工具。目前,CRISPR/Cas9被开发成一种新型抗菌剂,通过靶向破坏目标基因,例如抗生素耐药基因来诱导细菌死亡。本研究利用CRISPR携带多靶点优势,同时靶向大肠杆菌必需基因gyrA、gyrB和folA,以达到杀菌作用。本设计针对3个内源基因的CRISPR系列载体,分别含有1个、2个或3个靶点。当IPTG诱导Cas9表达后,CRISPR RNA (crRNA)和反式作用CRISPR RNA (trans-activating CRISPR RNA, tracrRNA)复合物募集Cas9切割靶基因,导致细菌死亡。随着crRNA中靶点数量的增加,杀菌效率显著提高。当含有3个靶点的crRNA作用于细菌基因组时,杀菌效率达到99.35%。此外,在存活的大肠杆菌中,crRNA表达质粒的靶序列和直接重复序列发现碱基缺失,而内源靶基因和Cas9基因均未发生突变。最后,该CRISPR系统还应用于其他大肠杆菌实验室菌株和产肠毒素K88菌株,并表现出高效的杀菌作用。我们设计了一种基于CRISPR/Cas9核酸酶的新型抗菌剂,为抗菌剂的研发提供新策略。     

CRISPR/Cas9编辑棉花精氨酸酶基因促进侧根形成和发育

基因敲除是植物功能基因组研究和农艺性状定向遗传改良的关键步骤,近年来,CRISPR/Cas9介导的目标基因敲除在拟南芥(Arabidopsis thaliana)、水稻(Oryza sativa)等植物中取得飞速的发展,然而在棉花(Gossypium spp.)中目前尚没有成功的报道.陆地棉(G.hirsutum L.)是典型的异源四倍体模式作物,包括A亚基因组和D亚基因组.利用CRISPR/Cas9技术同时成功地敲除A和D亚基因组精氨酸酶编码基因(GhARG),Gh_A05G2143和Gh_D05G2397.无论高氮还是低氮条件下,T1代双基因纯和株系侧根生长发育显著地提高.因此,本研究的CRISPR/Cas9系统可以同时高效地编辑棉花中多个同源基因,从而实现关键农艺性状简单快速得改良.     

应用CRISPR/Cas9技术构建YOD1基因敲除小鼠

目的:应用CRISPR/Cas9技术构建去泛素化酶YOD1基因敲除小鼠。方法:针对YOD1基因设计单链向导RNA(sg RNA)识别序列,构建sg RNA质粒,与Cas9质粒体外转录、纯化后注射入受精卵,通过PCR和测序验证得到F0代阳性小鼠。配繁两代后,取同窝对照的野生型(WT)和敲除(KO)小鼠的主要组织器官研磨,使用免疫印迹(WB)技术检测各组织YOD1蛋白的表达,确证YOD1敲除小鼠模型是否成功建立。统计YOD1杂合子(HET)自交存活后代各基因型比例,分析是否有胚胎致死表型。解剖小鼠分析主要组织器官的表型,进一步利用H.E.染色分析KO小鼠是否存在自发的病理改变。通过血糖耐受实验(GTT)分析KO小鼠的血糖调控能力。结果:基因组测序和WB检测结果显示KO小鼠中YOD1被明显敲除,YOD1敲除小鼠模型成功建立。YOD1杂合子自交后代各基因型比例符合孟德尔定律,提示KO小鼠非胚胎致死。YOD1敲除小鼠肝脏显著小于WT小鼠。GTT结果表明敲除YOD1不影响小鼠的血糖稳态。结论:应用CRISPR/Cas9技术成功构建YOD1基因敲除小鼠。KO小鼠正常出生,无任何胚胎发育缺陷。与WT小鼠相比,KO小鼠肝脏显著减小,但无显著的自发病理变化,KO小鼠血糖控制亦无显著差异。