非传统酵母代谢工程研究进展

近30年来解脂耶氏酵母、克鲁维酵母、毕赤酵母、假丝酵母、汉逊酵母等非传统酵母因其具有天然的生理代谢优势,如快速生长、多底物利用、胁迫耐受性等,在代谢工程领域得到了广泛关注,多种基因工程改造工具正逐渐被开发用于非传统酵母的特性拓展,使其成为合成重组蛋白、生物可再生化学物质的高效细胞工厂。文中总结了非传统酵母中基因编辑工具的发展,并从代谢工程改造策略角度概括了利用非传统酵母进行产品合成的研究进展。最后,讨论了非传统酵母在产品生产应用方面遇到的挑战和未来的研究方向。     

产肌醇毕赤酵母细胞工厂的优化

【背景】肌醇是一种B族维生素,广泛应用于食品、医药、饲料等领域。微生物发酵法是最具前景的肌醇生产方法,但使用大肠杆菌生产的肌醇在食品及医药领域中的使用受到限制。毕赤酵母作为生物安全菌株是工业上生产异源蛋白的良好宿主,其本身含有天然的肌醇合成途径,具有被改造成为高效生产肌醇细胞工厂的潜力。【目的】通过代谢工程改造毕赤酵母工程菌株,降低副产物的生成并提高肌醇的产量。【方法】以实验室前期构建的产肌醇毕赤酵母工程菌株为出发菌株,确定副产物阿拉伯糖醇、核糖醇和甘露糖合成相关基因。通过关键基因敲除、发酵液中葡萄糖浓度控制降低副产物的产量。通过过表达甘油转运蛋白、甘油激酶和甘油-3-磷酸脱氢酶基因实现产肌醇毕赤酵母对甘油和葡萄糖的共利用,得到重组菌Z10。经过发酵条件优化,进一步提高Z10的肌醇产量。【结果】在最优条件下,重组菌Z10的肌醇产量达到36.7 g/L,是目前酵母类细胞工厂生产肌醇的最高值,副产物总产量与出发菌株相比降低了63.1%。【结论】在毕赤酵母中建立了降低阿拉伯糖醇、核糖醇和甘露糖合成的有效策略,并通过甘油、葡萄糖共利用及相对应的发酵条件优化提高了肌醇产量,为肌醇及其他高价值生物...     

毕赤酵母表达系统发展概况及趋势

毕赤酵母经过20多年的发展,在实验室和工业规模都取得了广泛的应用。文中从工业技术应用的角度,综述了近年来毕赤酵母在蛋白表达、遗传操作方法以及化学品生产方面取得的成果,同时对毕赤酵母系统存在的问题以及未来的研究方向进行了分析和展望。     

毕赤酵母的非甲醇诱导系统研究进展

毕赤酵母是一种能以甲醇为唯一碳源生长的甲基营养型酵母,常用作表达外源蛋白的细胞工厂。目前毕赤酵母常用的高效启动子AOX1(PAOX1)是一个严格的底物依赖型启动子,受甲醇的严格诱导,受葡萄糖、甘油、乙醇等非甲醇碳源抑制。但是甲醇有毒、易燃、易爆的特性使得其在食用、医用产品生产等领域受到很大的限制。本文将主要从PAOX1机制改造、新型启动子和非甲醇诱导物研发的角度阐述毕赤酵母非甲醇诱导的研究进展。     

毕赤酵母基因编辑技术研究进展

巴斯德毕赤酵母是一种重要的蛋白表达系统,基因编辑技术作为代谢工程的基本工具,对于毕赤酵母的代谢改造十分重要。近十年基因编辑技术发展迅速,除传统的同源重组和Cre/loxP重组外,相继出现了许多新的基因编辑技术,例如ZFN、TALEN和CRISPR/Cas9等,这些技术的出现使基因编辑更加简便高效。本文对毕赤酵母中传统和新型基因编辑技术的原理应用和研究进展进行了简要综述,并结合相关领域的发展对毕赤酵母基因编辑技术的发展进行了展望。     

高温α-淀粉酶基因突变体在大肠杆菌、毕赤酵母中的表达

对地衣芽孢杆菌(Bacillus licheniformis)高温α-淀粉酶(amyE)基因进行改造获得的基因突变体(amyEM),通过PCR扩增,将此基因分别克隆至大肠杆菌表达载体pBV220和毕赤酵母表达载体pPIC9K上,并分别转化大肠杆菌DH5α和毕赤酵母GS115感受态细胞,获得重组大肠杆菌和重组毕赤酵母。通过表达产物的酶活性检测和SDS-PAGE分析,证明突变α-淀粉酶(AmyEM)在大肠杆菌、毕赤酵母中获得有效表达。对重组大肠杆菌产生的α-淀粉酶的粗酶性质分析表明,此酶分子量约为55kDa。其最适反应温度为80℃~90℃,与野生型基因相比,其最适pH均为6.0,但不同的是突变体在pH 5.0~5.5时表现出较高的酶活力;在毕赤酵母细胞的表达产物可分泌至胞外。由于酵母可对蛋白进行糖基化,酶分子量增加到60kDa,最适pH也改变为5.5。此高温α-淀粉酶突变体所具有的在微酸性环境具有较高酶活力的性质,具有重要的潜在工业应用价值。     

合成芳香族化合物的酵母底盘改造策略*

芳香族化合物种类丰富,在多个行业具有广泛的用途,需求量大。通过构建微生物细胞工厂合成芳香族化合物具有独特的优势和工业化应用前景,其中酵母底盘因其清晰的遗传背景、完善的基因操作工具以及成熟的工业发酵体系等优势,常被用于构建细胞工厂。目前改造酵母底盘生产芳香族化合物的研究取得了一系列进展,并针对关键问题提出了一些可行的解决策略。针对酵母合成芳香族化合物的策略与挑战,从芳香族化合物合成路径改造、多样化碳源利用及转运系统改造、基因组多靶点改造、特殊酵母底盘及混菌系统构建、合成生物学高通量技术的应用这五个方面进行系统地梳理和阐述,为生产芳香族化合物的酵母底盘构建与改造提供思路。     

非常规酵母天然产物合成

以解脂耶氏酵母(Yarrowia lipolytica)、巴斯德毕赤酵母(Pichia pastoris)、马克斯克鲁维酵母(Kluyveromyces marxianus)、圆红冬孢酵母(Rhodosporidium toruloides)、多形汉逊酵母(Hansenula polymorpha)为代表的非常规酵母凭借较广的底物利用谱、较强的环境耐受性等优势,已成功实现多种天然产物的高效生产。随着合成生物学及基因编辑技术的发展,针对非常规酵母代谢工程改造的工具和策略也逐渐丰富。本文介绍了几类常见的非常规酵母的生理特性、工具开发及应用现状,并总结归纳了天然产物合成优化中常用的代谢工程策略;最后讨论了现阶段非常规酵母作为天然产物合成细胞工厂的优势和不足,并对后续研究和发展趋势进行了展望。     

毕赤酵母表达外源基因研究进展

毕赤酵母表达系统作为一种新型酵母表达系统,它既有原核生物的特点,又有真核生物的特性,可以对目的蛋白质进行糖基化、二硫键形成等翻译后修饰。在过去的20年中已经有200多种不同蛋白在毕赤酵母中实现了成功表达,其中许多已被广泛应用于临床诊断治疗或科研工作中。随着一系列新型酵母表达载体及菌株的构建及发酵技术的不断提高,毕赤酵母越来越吸引着科学家的关注,毕赤酵母己被发展成为一种细胞生物学研究及基因工程生产的模式真核生物。本文总结了毕赤酵母的载体与菌株构建及发酵技术和糖基化等方面近年的主要研究进展。     

毕赤酵母底盘芳香族氨基酸合成途径改造生产肉桂酸及对香豆酸*

目的:改造毕赤酵母使其异源合成类黄酮生物合成途径的重要中间体肉桂酸、对香豆酸,并优化前体芳香族氨基酸生物合成途径以提高毕赤酵母的生产能力。方法:在毕赤酵母GS115中利用乙醇诱导型人工转录系统表达Rhodotorula glutinis来源的苯丙氨酸解氨酶,并在该重组菌株中分别过表达胞内芳香族氨基酸生物合成途径中的关键酶或其突变体以进行优化。结果:异源表达苯丙氨酸解氨酶可使毕赤酵母将自身产生的L-苯丙氨酸、L-酪氨酸转化为肉桂酸(38.8 mg/L)、对香豆酸(34.2 mg/L),而通过过表达相关酶进行优化,最终肉桂酸和对香豆酸的产量分别达到124.1 mg/L和302.0 mg/L。结论:利用新的异源宿主毕赤酵母成功合成了肉桂酸、对香豆酸,并对胞内的芳香族氨基酸生物合成途径进行了优化,表明毕赤酵母具有生产黄酮类化合物的应用潜力,也为其他芳香族氨基酸衍生物或植物化合物在毕赤酵母中的异源合成奠定了基础。     

巴斯德毕赤酵母不同生长阶段内参基因的筛选与验证

【背景】巴斯德毕赤酵母(Komagataella phaffii)是一种甲基营养型酵母,近年来作为生产重组蛋白和构建生物合成途径的细胞工厂受到广泛关注。实时荧光定量PCR (real-time quantitative PCR,RT-qPCR)是巴斯德毕赤酵母表达系统研究中一种快速、高效的基因表达水平检测技术,但需要进行归一化处理才能保证所得结果的可靠性。【目的】筛选并验证巴斯德毕赤酵母在不同生长阶段最稳定的内参基因用于精准归一化RT-qPCR的结果。【方法】通过转录组数据分析初步筛选出16个候选内参基因(rps8b、rpl35a、rpl10、eif5a、rpl19a、por1、rpl23b、0887、tif1、ole1、rpl14b、gs、sun、sdh2、trx1和ccp1)。通过RT-qPCR技术得到候选内参基因的C_t值,利用qBASE软件中的geNorm程序综合NormFinder算法评估内参基因的表达稳定性。【结果】通过geNorm分析得出精准归一化所需的最佳内参基因个数为2,最稳定的基因是rpl19a和tif1,NormFinder分析得到稳定性最高的内参基因为tif1。此外,利用甲酸脱氢酶编码基因fdh和乙醇脱氢酶甲醛脱氢酶双功能酶的编码基因afdh对候选内参基因进行验证。【结论】巴斯德毕赤酵母不同生长阶段的RT-qPCR进行精准归一化需要tif1和rpl19a这2个内参基因,为相关功能基因的表达定量提供了可靠的分析依据,补充了RT-qPCR分析中的内参基因,为巴斯德毕赤酵母不同生长阶段的基因表达调控及其应用研究提供了新的参考。     

毕赤酵母外源蛋白分泌途径的研究进展

毕赤酵母作为一种重要的表达外源蛋白的宿主,提高其外源蛋白的分泌量非常有必要。近年来很多学者报道了与毕赤酵母外源蛋白分泌相关的基因、蛋白质,同时毕赤酵母基因组的公布加快了这方面的研究进展。文章根据外源蛋白分泌的途径,分步骤地总结了涉及的基因和蛋白,有利于分析控制蛋白分泌效率的具体步骤,为构建更加高效的毕赤酵母表达系统提供参考。     

谷氨酸棒杆菌代谢工程高效生产L-缬氨酸北大核心CSCD

L-缬氨酸作为一种支链氨基酸,广泛应用于医药和饲料等领域。本研究借助多种代谢工程策略相结合的方法,构建了生产L-缬氨酸的微生物细胞工厂,实现了L-缬氨酸的高效生产。首先,通过增强糖酵解途径、减弱副产物代谢途径相结合的方式,强化了L-缬氨酸合成前体丙酮酸的供给;其次,针对L-缬氨酸合成路径关键酶—乙酰羟酸合酶进行定点突变,提高了菌株的抗反馈抑制能力,并利用启动子工程策略,优化了路径关键酶的基因表达水平;最后,利用辅因子工程策略,改变了乙酰羟酸还原异构酶和支链氨基酸转氨酶的辅因子偏好性,由偏好NADPH转变为偏好NADH,从而提高了L-缬氨酸的合成能力。在5L发酵罐中,最优谷氨酸棒杆菌工程菌株Corynebacterium glutamicum K020的L-缬氨酸产量、得率和生产强度分别达到了110g/L、0.51g/g和2.29 g/(L·h)。     

Whole cell biosynthetic activity of Komagataella phaffii (Pichia pastoris) GS115 strains engineered with transgenes encoding Chromobacterium violaceum ω-transaminase alone or combined with native transketolase

Whole cell biocatalysis is an ideal tool for biotransformations that demand enzyme regeneration or robustness to fluctuating pH, osmolarity and biocontaminant load in feedstocks. The methylotrophic yeast Komagataella phaffii is an attractive alternative to Escherichia coli for whole cell biocatalysis due to its genetic tractability and capacity to grow to up to 60% wet cell weight by volume. We sought to exploit high cell density K. phaffii to intensify whole-cell chiral amino-alcohol (CAA) biosynthesis. We engineered two novel K. phaffii GS115 strains: one by inserting a Chromobacterium violaceum ω-transaminase CV2025 transgene, for strain PpTAmCV708, and a second strain, PpTAm-TK16, by also inserting the same CV2025 transgene plus a second transgene for a native transketolase. At high cell density, both strains tolerated high substrate concentrations. When fed three low cost substrates, 200 mM glycolaldehyde, 200 mM hydroxypyruvate and 150 mM methylbenzylamine, PpTAm-TK16 whole cells achieved 0.29 g L⁻¹ hr⁻¹ space–time yield of the acetophenone by-product, a 49-fold increase of the highest levels reported for E. coli whole cells harboring the equivalent pathway. When fed only the low-cost substrate, 150 mM methylbenzylamine, strain PpTAmCV708 achieved a 105-fold increase of reported E. coli whole cell biocatalysis performance, with a space–time yield of 0.62 g L⁻¹ hr⁻¹ of the CAA, 2-amino-1,3,4-butanetriol (ABT). The rapid growth and high biomass characteristics of K. phaffii were successfully exploited for production of ABT by whole-cell biocatalysis at higher levels than the previously achieved with E. coli in the presence of the same substrates.     

巴斯德毕赤酵母甲醇诱导表达磷脂酶A2的转录组学分析

【目的】基于转录组学技术研究表达磷脂酶A_2的毕赤酵母重组菌在甲醇诱导表达外源蛋白时的基因表达差异,从而解析外源蛋白高效诱导表达机制,为进一步工程菌株的改造提供理论支撑。【方法】以一株产磷脂酶(PLA_2)的毕赤酵母为出发菌株,采用RNA-Seq二代测序方法,研究在甘油培养和甲醇诱导两种条件下,重组毕赤酵母转录组基因表达差异情况。【结果】重组毕赤酵母中共鉴定到5225个转录本。甘油培养与甲醇诱导相比,共有857个基因发生显著变化。依据代谢途径分类,差异基因集中在核糖体成分、甲醇代谢、磷酸戊糖途径、糖酵解途径、柠檬酸循环、乙醛酸循环以及蛋白质加工过程。【结论】通过分析甲醇诱导前后的差异表达基因,结果表明碳源改变对胞内代谢会产生全局影响。本研究结果为进一步研究毕赤酵母表达外源蛋白的机制提供了基础。     

Optimization of defined medium for recombinant Komagataella phaffii expressing cyclodextrin glycosyltransferase

The cyclodextrin glycosyltransferase (CGTase) is an important enzyme for cyclodextrin (CD) production, and is also widely used in the biotechnology, food, and pharmaceuticals industries. Secretory CGTase production by recombinant Komagataella phaffii using defined medium is a promising approach because of low cost, less impurity protein. It was found that no CGTase was expressed using traditional defined medium (basal salt medium [BSM]) because of pH value decreasing significantly. CGTase was expressed by recombinant K. phaffii through pH maintenance in range of 5.5–7.0. β-CGTase activity increased to 122.0 U/mL after optimization of glycerol, phosphate buffer, pH value, ammonium sulfate, temperature, methanol, and additives based on BSM, establishing a modified defined medium. These results showed that it was necessary to establish recombinant K. phaffii-based special defined medium although the same host cell used for different heterologous protein expression.     

A recombinant <Emphasis Type="Italic">E. coli</Emphasis> bioprocess for hyaluronan synthesis

An Escherichia coli strain, JM109, was successfully engineered into an efficient hyaluronic acid (HA) producer by co-expressing the only known class-II HA synthase from a Gram-negative bacterium (Pasteurella multocida) and uridine diphosphate-glucose dehydrogenase from E. coli K5 strain. The engineered strain produced about 0.5 g/L HA in shake flask culture and about 2.0–3.8 g/L in a fed-batch fermentation process in a 1-L bioreactor. The sharp increase in viscosity associated with HA accumulation necessitated pure oxygen supplement to maintain fermentation in aerobic regime. Precursor supply during HA synthesis was probed by glucosamine supplement, which shortens biosynthesis pathway and eliminates one step requiring ATP. HA synthesis was increased with glucosamine supplement from 2.7 to 3.7 g/L (37%), which was mirrored with a concomitant 42% decrease in pure oxygen input, suggesting a close connection between energy metabolism and precursor supply. Decoupling HA synthesis from cell growth by using fosfomycin (an inhibitor for cell wall synthesis) led to a 70% increase in HA synthesis, suggesting detrimental effects on HA synthesis from cell growth via precursor competition. This study demonstrates a potentially viable process for HA based on a recombinant E. coli strain. In addition, the precursor supply limitation identified in this study suggests new engineering targets in subsequent metabolic engineering efforts.