基于CRISPR/cas9系统高效编辑小鼠Galt基因

GALT基因突变是人类I型半乳糖血症的主要病因。拟通过CRISPR/cas9系统打靶小鼠Galt基因以模拟人GALT基因突变,从而为建立精准模拟I型半乳糖血症的动物模型奠定基础。首先分析了我国I型半乳糖血症GALT基因的致病突变位点,并将其定位在小鼠Glat基因上,作为小鼠Galt基因的拟突变位点,然后根据拟突变位点区域的序列设计了sgRNA导向序列,构建sgRNA表达质粒,将其与cas9表达质粒共转染小鼠3T3细胞,通过嘌呤霉素和杀稻瘟菌素筛选阳性转染细胞,提取阳性细胞基因组DNA,PCR扩增打靶位点的DNA片段,通过TA克隆测序鉴定基因编辑情况并分析编辑效率。结果表明,3个sgRNA导向序列均可以通过CRISPR/Cas9系统高效编辑小鼠Galt基因,编辑效率为100%。     

单碱基编辑系统介导欧拉藏绵羊GDF9、FecB多胎基因的定点突变

本研究旨在利用单碱基编辑系统(single base editing system)实现欧拉藏绵羊成纤维细胞FecB和GDF9基因靶位点A到G和C到T的碱基替换并检测其编辑效率。首先设计合成靶向欧拉藏绵羊FecB和GDF9基因的sgRNA序列,再分别连接至epi-ABEmax、epi-BE4max质粒,构建载体并电转至欧拉藏绵羊成纤维细胞,最后对阳性细胞FecB和GDF9基因进行Sanger测序鉴定靶位点突变结果,并通过T-A克隆估算单碱基编辑系统的编辑效率。结果显示获得了靶向欧拉藏绵羊FecB和GDF9基因的sgRNA,并构建使欧拉藏绵羊FecB和GDF9基因单碱基突变的载体,FecB基因靶位点编辑效率为39.13%,GDF9基因靶位点(G260、G721、G1184)编辑效率分别为10.52%、26.67%和8.00%。本研究运用单碱基编辑系统在欧拉藏绵羊成纤维细胞上实现了FecB和GDF9基因靶位点突变,为改良欧拉藏绵羊一胎多羔的繁殖性状奠定理论基础。     

利用CRISPR/Cas9技术产生肌肉特异表达Cas9的小鼠胚胎

目的通过CRISPR/Cas9技术获得肌肉特异性表达Cas9蛋白小鼠胚胎,为建立肌肉特异表达Cas9小鼠动物模型奠定基础。方法设计小鼠Rosa26位点sgRNA并通过体外酶切验证活性,同时使用同源重组构建肌肉特异性同源打靶载体;通过显微注射将Rosa26sgRNA与Cas9蛋白注射到小鼠胚胎,通过PCR及测序检测胚胎的编辑情况,同时移植到假孕母鼠体内,待其生产;将同源打靶载体与Rosa26sgRNA和Cas9一起注射到小鼠胚胎,通过PCR检测整合情况。结果体外酶切实验表明,体外转录的sgRNA与Cas9蛋白联合可对靶位点产生编辑作用;成功构建了肌肉特异性同源打靶载体Donor-SP-px459;通过原核注射获得Rosa26基因编辑胚胎,经移植获得Rosa26基因编辑小鼠;注射同源打靶载体后,成功获得肌肉特异表达Cas9蛋白的基因打靶小鼠胚胎。结论利用CRISPR/Cas9技术,成功获得Rosa26基因编辑胚胎和小鼠,并获得了肌肉特异性表达Cas9蛋白小鼠胚胎,为利用基因打靶构建肌肉特异表达Cas9的小鼠动物模型奠定基础。     

基于CRISPR/Cas9系统和增强ssODN重组建立tau-V337M小鼠模型

利用CRISPR/Cas9基因编辑技术建立tau-V337M突变的阿尔茨海默病(Alzheimer’s disease,AD)小鼠模型。通过设计和体外合成单向导RNAs(single guide RNAs,sgRNA)及单链寡核苷酸(single-stranded oligonucleotides,ssODN),将sgRNA、Cas9蛋白、ssODN注射到小鼠受精卵内,利用DNA切割和重组产生突变。为了提高重组效率,又在注射时添加Rad51蛋白。使用自然交配的雌鼠作为受体,将2细胞期的编辑胚胎进行单侧输卵管移植。研究发现通过添加Rad51蛋白可以获得较高的突变效率,在F0小鼠中获得了tau-V337M小鼠并进行扩繁,F0代tau-V337M小鼠可以将突变遗传给F1代。综上所述,本研究利用Cas9、ssODN和Rad51成功建立了首个tau-V337M基因位点突变的小鼠模型,为AD的研究和点突变模型制作提供了模型和方法基础。     

BE3型胞嘧啶碱基编辑器在谷氨酸棒杆菌中的开发及应用

碱基编辑技术结合了CRISPR/Cas系统的靶向特异性与碱基脱氨酶的催化活性,因其不产生双链DNA断裂、不需要外源DNA模板、不依赖同源重组修复,自开发以来,便受到研究者的追捧,在哺乳动物细胞、植物、微生物等领域相继得到开发与应用。为了进一步丰富碱基编辑系统在谷氨酸棒杆菌中的应用,将鼠源胞嘧啶脱氨酶(rAPOBEC1)与nCas9蛋白融合,实现了在谷氨酸棒杆菌中C到T的编辑,编辑比例较低(0-20%);在上述融合蛋白C端添加UGI蛋白,构建BE3型胞嘧啶碱基编辑器,抑制体内的DNA碱基切除修复机制,显著的提高了碱基编辑效率,使得C到T的碱基编辑效率高达90%;为了简化操作,将双质粒碱基编辑系统优化为单质粒碱基编辑系统,并显著提高转化效率;最后通过单质粒碱基编辑系统对基因组中其他位点的编辑测试,进一步证明了BE3型碱基编辑器在谷氨酸棒杆菌中的高效性,同时发现该碱基编辑器具有较宽的编辑窗口(PAM上游-11到-19位),有助于覆盖更多的基因组靶标位点,为谷氨酸棒杆菌的基因组改造提供了更多的工具选择。     

靶向小鼠Idua基因的CRISPR/Cas9系统构建及打靶效率分析

黏多糖贮积症(mucopolysaccharidosis,MPS)是一种遗传代谢病.人IDUA基因编码的α-L-艾杜糖苷酶(α-L-iduronidase,IDUA)功能异常是导致Ⅰ型MPS的主要病因.本研究拟构建特异性靶向小鼠Idua基因的CRISPR/Cas9编辑系统,用以模拟人IDUA基因突变,为建立精准模拟Ⅰ型MPS的细胞模型和动物模型提供高效基因编辑系统.本研究筛查了人类IDUA基因的致病突变,并将候选突变位点定位于小鼠Idua基因上,作为拟突变位点.然后通过sgRNA的设计、表达质粒构建、转染、药物筛选、TA克隆测序等步骤证明了设计的sgRNA具有高效的打靶效力.本研究结果对深入研究MPS的致病机制和探讨MPS的治疗具有重要意义.     

利用CRISPR/Cas9技术构建定点突变小鼠品系

CRISPR/Cas9技术是新近发展起来的对细胞和动物模型进行基因编辑的重要方法。本文利用DNA双链断裂(Double-strand breaks, DSBs)引起的同源重组(Homologous recombination, HR)依赖与非依赖的修复机制,建立基于CRISPR/Cas9核酸酶技术构建定点突变小鼠品系的技术体系。针对赖氨酸特异脱甲基化酶2b(Lysine (K)-specific demethylase 2b, Kdm2b)酶活关键位点对应的基因组DNA序列设计单一导向RNA(Single-guide RNA, sgRNA),通过与Cas9 mRNA共显微注射,分别得到Kdm2b基因发生移码突变的基因失活品系及关键位点氨基酸缺失的酶活突变型小鼠品系。此外,利用HR介导的修复机理,将黄素单加氧酶3(Flavin containing monooxygenases3, Fmo3)基因的sgRNA序列及对应的点突变单链寡脱氧核苷(Single strand oligonucleotides, ssODN)修复模板共注射到小鼠受精卵雄原核。对F₀小鼠基因测序分析显示,成功构建了Fmo3基因移码突变的基因敲除和单碱基定点突变的基因敲入小鼠,这些突变能够稳定遗传给子代。本研究利用CRISPR/Cas9技术,通过同源重组依赖与非依赖两种DNA损伤修复方式,成功构建了特定位点突变的小鼠品系。     

人类胚胎单碱基编辑治疗遗传疾病的研究

基因编辑技术是当今生物学研究领域最为重要的颠覆性技术之一,以CRISPR/Cas9系统为核心的基因编辑工具被广泛应用于包括人类体细胞、生殖细胞编辑相关的医学研究领域。虽然CRISPR/Cas9系统可以高效编辑靶基因,但其精准编辑能力依赖于效率极低的同源重组方式,这极大限制了其定点编辑的能力与应用范围,所以寻找一种能高效引入点突变的新型基因编辑工具具有重大的应用价值。以CRISPR/Cas9系统为基础的单碱基编辑系统可以在基因组靶位点实现精准、高效的C/G和T/A碱基间的转换,其编辑能力已经在动植物、人体细胞以及人类胚胎中得到证实。利用单碱基编辑技术,有望对人类超过70%的相关遗传性致病位点进行修复。现就人类胚胎单碱基编辑治疗遗传疾病的最新研究进展进行综述和展望。     

谷氨酸棒杆菌碱基编辑的条件优化

近年来,基于CRISPR/Cas9的碱基编辑技术因其具有不产生DNA双链断裂、无需外源DNA模板、不依赖宿主同源重组修复的优势,已经逐渐发展成为一种强大的基因组编辑工具,在动物、植物、酵母和细菌中得到了开发和应用。研究团队前期已在重要的工业模式菌株谷氨酸棒杆菌中开发了一种多元自动化的碱基编辑技术MACBETH,为进一步优化该方法,提高碱基编辑技术在谷氨酸棒杆菌中的应用效率,本研究首先在谷氨酸棒杆菌中构建了基于绿色荧光蛋白(GFP)的检测系统:将GFP基因的起始密码子ATG人工突变为ACG,GFP无法正常表达,当该密码子的C经编辑后恢复为T,即实现GFP蛋白的复活,结合流式细胞仪分析技术,可快速衡量编辑效率。然后,构建针对靶标位点的碱基编辑工具,经测试,该位点可成功被编辑,在初始编辑条件下碱基编辑效率为(13.11±0.21)%。在此基础上,通过对不同培养基类型、诱导初始OD600、诱导时间、诱导物浓度进行优化,确定最优编辑条件是:培养基为CGXII,初始OD600为0.05,诱导时间为20 h,IPTG浓度为0.01 mmol/L。经过优化,编辑效率达到(30.35±0.75)%,较初始条件提高了1.3倍。最后,选取原编辑条件下编辑效率较低的位点,进行了优化后编辑条件下的编辑效率评估,结果显示,不同的位点在最优编辑条件下的编辑效率提高了1.7–2.5倍,进一步证实该优化条件的有效性及通用性。研究结果为碱基编辑技术在谷氨酸棒杆菌中更好的应用提供了重要的参考价值。     

不同打靶位点影响人诱导多能干细胞MYO7A杂合突变位点的基因校正中CRISPR/Cas9介导的同源重组效率

应用CRISPR-Cas9系统对人诱导多能干细胞（human induced pluripotent stem cells, hiPSCs）进行基因编辑,为疾病模型的建立、致病机制研究、药物筛选及基因校正治疗疾病提供了更广阔的平台。相对于CRISPR-Cas9介导的基因敲除,应用该系统介导的同源重组实现基因点突变或突变校正效率要低、且难度偏大。为了实现对MYO7A杂合点突变（c.4118C>T）的人iPSCs的点突变校正,本文构建了表达maxGFP的pX330质粒。针对需校正的突变位点,设计5组识别序列并连接到maxGFP-pX330中构建靶向质粒。将5组打靶质粒分别转染HEK 293FT细胞48 h,细胞表达GFP;测序结果显示,MYO7A基因相应位点出现杂峰,表明打靶质粒具有打断活性。将同源模版单链寡核苷酸链（single-stranded DNA oligonucleotides, ssODN）与打靶质粒共同电转入人iPSCs后48 h,经流式分选出(5.8±2.2)%的细胞表达GFP。分选后细胞行单克隆扩增并测序。结果显示,打靶质粒1和ssODN组合对点突变校正未成功;打靶质粒2、3、4、5与ssODN组合均获得了校正后的细胞株。本研究表明,打断位点是影响同源重组校正效率的关键因素。当应用CRISPR/Cas9（或其它核酸酶）介导的同源重组进行基因编辑操作时,可以同时选择多个打靶位点造成基因组不同位置上的双链打断（double-stranded break, DSB）位点,以获得目的单克隆细胞株。本研究为应用CRISPR-Cas9系统对人诱导多能干细胞进行基因编辑提供了有力参考。     

一种DHFR介导的可调控的腺嘌呤碱基编辑器的构建

摘要 目的：单碱基编辑器作为一种高效、精确、低脱靶的编辑系统,目前被广泛应用于生物体中。然而,Cas核酸酶本身的免疫原性具有引发机体免疫反应的潜在风险,可能阻碍其在基因治疗中的有效和安全使用。因而本研究旨在构建一种由DHFR介导的可调控腺嘌呤碱基编辑器（adenine base editor,ABE）。方法：将大肠杆菌来源的不稳定结构域-二氢叶酸还原酶（ dihydrofolate reductase,DHFR）的一种突变形式,融合于ABE的不同相对位置,构建数种DD-ABE载体。从已发表的内源基因靶点中挑选三个高效位点检测DD-ABE编辑水平。转染四种DD-ABE表达载体,用不同浓度TMP处理,通过Western Blot检测DD-ABE融合蛋白的表达水平。共转染DD-ABE与sgRNA质粒,通过基因组PCR扩增以及Sanger测序检测基因的编辑水平。结果：在构建的四种DD-ABE编辑器中,缺乏TMP的诱导,各组仅有非常少量的DD-ABE融合蛋白表达。TMP最佳工作浓度为10 μmol/L。DD-ABE载体加药组的蛋白表达水平以及基因编辑水平均高于未加药组。ABECD未加药组的碱基编辑效率最低,加药组的蛋白表达水平和编辑效率与ABEmax无明显差异。结论：本研究成功构建ABECD作为可调控的ABE,为其体内应用提供了新的技术依据。     

BE-dot：为单碱基编辑设计sgRNA及预测脱靶图谱的工具

目的 单碱基编辑器作为修复基因组点突变的有力工具，在生物技术开发和临床应用中具有极大潜力。对于目标改造的单核苷酸变异（SNV），首先要选择可用于编辑的单碱基编辑器（base editors，BEs）和单向导RNA（single guide RNA，sgRNA）。目前，尽管有较多工具实现了设计sgRNA，但缺少将设计sgRNA与评估单碱基编辑器特异性完整结合起来的工具。方法 纳入主流的27种胞嘧啶碱基编辑器（CBEs）和12种腺嘌呤碱基编辑器（ABEs）对SNV设计编辑方案，并通过调用第三方工具BE-Hive对编辑方案进行效率预测。综合使用多个脱靶预测工具对编辑方案的脱靶图谱进行评估。最后结合BEs类型和脱靶位点，分析得到所有可能的脱靶编辑产物，再调用ANNOVAR这一变异注释工具进行脱靶产物的功能分析。结果 本文提出了一个综合性工具BE-dot，它可以实现对目标编辑的SNV从设计sgRNA到预测脱靶图谱的完整过程，并对脱靶产物进行功能注释。利用密码子的简并性，BE-dot除了提供DNA水平上的精确校正方案，还可以在蛋白质水平进行同义校正。在对单碱基编辑系统做脱靶图谱的预测时，BE-dot综合了Cas-OFFinder、CALITAS、CFD、uCRISPR、BEdeepoff等多个工具，可以更全面地评估单碱基编辑系统的特异性，为用户选择BEs和sgRNA提供参考。此外，BE-dot可以自动分析得到脱靶位点处所有可能的编辑产物，并转换为avinput格式供ANNOVAR进行功能注释，避免了以往手工注释的繁琐。结论 BE-dot能为单碱基编辑技术应用于纠正或引入SNV设计编辑方案，并且能够从编辑效率、脱靶图谱、脱靶带来的功能影响等方面对编辑方案进行全面的评估。     

斑马鱼adgrf3a基因敲除品系的构建

adgrf3a基因编码的ADGRF3A蛋白是黏附类G蛋白偶联受体（aGPCRs）家族的一员,主要在受精后5 d的胚胎以及成年斑马鱼的头部和性腺中表达。它含有一个GPS蛋白水解位点和7个跨膜结构域,与G蛋白相互作用行使其功能。斑马鱼是研究早期发育和成体内生理和病理的重要模式生物。为了研究adgrf3a在斑马鱼早期发育中的作用,我们利用CRISPR-Cas9技术构建了adgrf3a基因敲除斑马鱼品系。首先,通过分析软件筛选出该基因的敲除位点,利用聚合酶链式反应扩增该基因的向导DNA(sgDNA),再以sgDNA为模板进行体外转录得到向导RNA(sgRNA)并纯化回收,将纯化后的sgRNA和Cas9蛋白共同注射到斑马鱼1细胞期胚胎中,得到F0代嵌合体。随后,对斑马鱼胚胎进行基因编辑的有效性检测,结果表明,注射的胚胎出现了碱基缺失的现象,即sgRNA有效,将剩余胚胎培养至成鱼。将嵌合体与野生型斑马鱼杂交所得的F1代斑马鱼进行基因型鉴定,筛选adgrf3a突变杂合子,并对其adgrf3a突变位点进行Sanger测序,建立能够稳定遗传的adgrf3a基因杂合突变品系。之后,adgrf3a突变杂合子...     

单引物PCR法引入定点突变 *

目的:利用单个突变引物,在含人呼吸道合胞病毒F蛋白基因编码序列的pcDNA3.1(+)-F质粒中,通过单次环形PCR在特定序列位置引入定点突变。 方法: 以双链环状的pcDNA3.1(+)-F质粒DNA为模板,设计分别含有三种目的突变N70Q, I431N, Q270T的三条单引物,分别进行单次PCR。用甲基化DNA特异的限制性内切酶Dpn I处理PCR产物后转化大肠杆菌DH5α,进行克隆筛选,酶切鉴定和测序分析。 结果: 酶切鉴定结果和测序结果均符合预期,利用单引物PCR法成功在含人呼吸道合胞病毒F蛋白基因编码序列的pcDNA3.1(+)-F质粒DNA 中引入了单碱基突变、两个间隔碱基突变及相邻三碱基突变三种目的突变。 结论: 单引物PCR法解决了常规定点突变方法中多个PCR反应,程序繁琐及突变效率低等问题,是一种简便、快速、有效的基因工程定点突变新方法。     

CRISPR/Cas9高效敲除突触结合蛋白Ⅰ的电生理学研究

研究一种蛋白质在神经元中的功能,最有效的方法之一是在该基因敲除动物的神经元中确认其表型.传统的用胚胎干细胞建立基因敲除动物模型的方法虽然稳定,但是复杂、耗时.近几年来,一种新型基因组编辑技术——CRISPR/Cas9,能够在不分裂的神经元中高效特异地敲除目的基因.本文研究了用CRISPR/Cas9系统敲除突触结合蛋白Ⅰ(synaptotagminⅠ,Syt1)基因后的小鼠海马培养神经元的电生理学特性.我们设计并构建了Syt1单导向RNA(Syt1 sgRNA)的慢病毒载体质粒,并用编码Cas9和Syt1 sgRNA的慢病毒感染培养的小鼠海马神经元,急性敲除神经元中Syt1基因(Syt1 sgRNA组),并用不靶向任何基因的Scramble sgRNA感染神经元作为阴性对照(Scramble组).通过全细胞膜片钳的方法检测单动作电位诱发的兴奋性突触后电流(single AP-eEPSC)、微小兴奋性突触后电流(mEPSCs)、高糖反应测量的即刻可释放囊泡池(RRP)以及10 Hz串刺激测量的囊泡释放概率(P_r).结果显示,Syt1 sgRNA组神经元丧失了Syt1的功能,并且与Syt1敲除(Syt1 KO)小鼠神经元的突触传递表型相似,而Scramble组神经元的各参数和野生型(WT)小鼠神经元相比没有显著性差异.本文为CRISPR/Cas9技术应用于神经元中基因的急性修饰提供了依据.     

基于CRISPR/Cas系统的DNA碱基编辑技术及其在生物医学和农业中的应用

近年来,基于成簇的规律间隔短回文重复序列及其相关系统(Clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated protein,CRISPR/Cas)的基因编辑技术飞速发展,该系统可以利用同源定向重组(Homology directed repair,HDR)来完成其介导的精准编辑,但效率极低,限制了其在农业和生物医学等领域上的推广应用。基于CRISPR/Cas系统的DNA碱基编辑技术作为一种新兴的基因组编辑技术,能在不产生双链断裂的情况下实现碱基的定向突变,相对于CRISPR/Cas介导的HDR编辑具有更高的编辑效率和特异性。目前,已开发出了可将C碱基突变为T碱基的胞嘧啶碱基编辑器(Cytidine base editors,CBE),将A碱基突变为G碱基的腺嘌呤碱基编辑器(Adenine base editors,ABE),以及可实现碱基任意变换和小片段精准插入和缺失的Prime编辑器(Prime editors,PE)。另外,能实现C到G颠换的糖基化酶碱基编辑器(Glycosylase base editors,GBE)以及能同时编辑A和C两种底物的双碱基编辑器也已被开发出来。文中主要综述了几种DNA碱基编辑器的开发历程、研究进展及各自优点和局限性;介绍了DNA碱基编辑技术在生物医学以及农业中的成功应用案例,以期为DNA碱基编辑器的进一步优化和选择应用提供借鉴。     

CRISPR/Cpf1单碱基编辑系统的构建及应用

作物的优良性状往往来自于其相应基因的单个碱基突变,而传统育种无法轻易获得此种定向单碱基变异。单碱基编辑技术是以成簇规律间隔短回文重复序列（clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR?associated proteins,CRISPR/Cas）系统为基础改良的一项基因编辑技术,该技术可在不造成DNA双链断裂的情况下对靶序列上的特定碱基进行定向替换。为拓展单碱基编辑技术在作物中的识别范围,利用来自Francisella novicida细菌的FnCpf1核酸酶及胞嘧啶脱氨酶APOBEC1对单碱基编辑系统进行改良,并针对玉米BT2基因靶位点构建相应载体,通过瞬时转化手段检测其编辑能力。检测结果发现9种碱基变化类型,其中靶位点5′端第11个碱基的胞嘧啶转化为腺嘌呤,位点编辑效率达到2.5%。结果表明该系统能够识别“TTN”作为原型间隔序列毗邻基序（protospacer?adjacent motif,PAM）并对靶位点进行单碱基编辑,为单碱基编辑识别范围的拓展提供了研究思路。     

基因组编辑产品的安全管理

基因组编辑技术是指利用特异性核酸酶的定点剪切活性与细胞内源DNA损伤修复活性,在基因组水平上对目的核酸序列或单个核苷酸进行定点修饰的基因工程技术,该技术可以对生物体基因组进行精确敲除、插入、单碱基突变或置换等编辑。目前,基因组编辑技术具有精确性、高效性及易操作性,应用范围日益扩大。文中简要概述了3种主要的基因组编辑技术工具及基因组编辑类型,介绍了美国、欧盟等国家和地区对基因组编辑产品的监管体制。同时,基于我国对转基因产品的安全管理原则与体系,初步提出了基因组编辑产品的安全管理思路。根据中间材料或产品中是否含有外源编辑酶蛋白基因成分对基因组编辑产品进行分类管理,含有外源编辑酶的材料应按现有转基因安全管理办法进行管理;中间材料或产品中不含有Cas9等编辑酶的材料应根据被编辑位点的特征进行具体分类管理。     

利用CRISPR/Cas9技术靶向KRAS或TP53突变抑制SW620细胞的增殖

摘要 目的：运用CRISPR/Cas9基因编辑工具研究靶向SW620细胞系中KRAS或TP53突变对细胞增殖活性的影响。方法：针对SW620细胞中KRAS和TP53的突变位点设计sgRNA,并利用TIDE法检测sgRNA的切割效率。通过细胞增殖实验检测靶向KRAS或TP53突变后SW620细胞增殖活性的改变,并应用Annexin V-FITC/PI双染法检测细胞凋亡水平的变化。结果：分别构建了靶向SW620细胞系中KRAS和TP53突变的sgRNA质粒,并通过TIDE分析验证了sgRNA的内源切割效率;细胞增殖实验及细胞凋亡检测显示,靶向突变的KRAS或TP53基因后,SW620细胞增殖活性明显减弱,凋亡水平明显升高（P<0.05）。结论：本研究基于CRISPR/Cas9技术实现了对SW620细胞系中突变的KRAS和TP53的基因编辑,发现靶向KRAS或TP53突变能够明显抑制SW620细胞的增殖活性并促进细胞凋亡,为结直肠癌相关靶点治疗提供了体外实验依据。     

利用CRISPR 系统介导人类mir-505基因位点的编辑

目的:通过针对人源mir-505基因,设计不同sgRNA,从而利用CRIPSR系统对mir-505基因位点进行编辑,并探讨CRISPR系统对靶点的剪切效率的影响因素。方法:针对人源mir-505基因设计两条具有不同GC%的sgRNA,随后分别将其构建入41824-sgRNA表达载体和42230-Cas9蛋白/sgRNA共表达载体,并将表达载体利用脂质体转染法转染入人类细胞,通过T7E1assay检测不同CRISPR系统对靶点剪切效率的影响。结果:对靶点的剪切与Cas9蛋白和sgRNA的剂量成正比;当sgRNA与Cas9蛋白共传递时,也能够明显提高靶点的剪切效率;而较低的sgRNA的GC%会降低其对靶点的剪切效率。结论:本研究利用CRISPR系统靶向人源细胞的mir-505基因,使得mir-505基因发生突变。CRISPR系统对靶点的剪切效率和sgRNA和Cas9蛋白的剂量、sgRNA是否和Cas9蛋白共传递以及sgRNA的GC%有关。