比较两种转录激活系统对生殖相关基因的表达调控

运用由CRISPR/Cas9技术延伸的两种转录激活系统Cas9-p300和dCas9-VPR分别激活生殖特化相关基因,比较它们针对生殖细胞特化基因的激活效率。实时荧光定量PCR结果表明,这两种激活系统均可激活大部分目的基因的表达。其中, Cas9-p300系统激活BLIMP1基因的效率更高, dCas9-VPR系统激活NANOS2、DAZL、SOX17基因的效率更高,两种系统在激活DDX4、TFAP2C基因时效率无显著性差异。由此,本研究通过比较Cas9-p300和dCas9-VPR转录激活系统调控生殖特化相关基因的表达,揭示了不同的转录激活系统在激活生殖特化相关基因时的不同效率,这将为利用转录激活系统研究生殖细胞分化提供理论基础,也将为研究其他发育系统中细胞命运的转变提供借鉴。     

酿酒酵母中基于CRISPR/dCas9的基因转录调控工具的开发与应用

酿酒酵母(Saccharomyces cerevisiae)是重要的模式真核微生物,广泛用于基础研究和工业发酵。基于CRISPR/dCas9系统开发的转录调控方法具有可编程、多重性和正交性等优点,在酿酒酵母的基因调控、功能基因组学、代谢工程等研究领域具有巨大潜力。本文关注酿酒酵母中CRISPR/dCas9基因转录调控工具的研究进展,阐述了不同转录调节结构域对dCas9或gRNA活性的调节,设计与优化dCas9和gRNA表达的方法,影响CRISPR/dCas9系统转录调控效率、特异性和通量的靶向性因素,最后总结了该工具在酿酒酵母代谢工程中的应用,并对该技术的未来发展提出了展望。     

基于CRISPR/Cas9系统构建绵羊VASA基因敲入载体及验证

本研究旨在探索VASA基因在绵羊睾丸发育中的表达变化,并通过构建VASA基因敲入载体,为下一步进行绵羊生殖细胞体外诱导分化研究提供基础。采集性成熟前后即3月龄（3-month-old,3M）和9月龄（9-month-old,9M）绵羊睾丸组织,利用实时荧光定量PCR （quantitative real-time PCR,qPCR）和Western blotting技术分析VASA基因的差异表达,并利用免疫组织化学技术对VASA基因的表达定位进行分析。设计靶向VASA基因的向导RNA （guide RNA,gRNA）,并构建同源重组载体,进行质粒转染绵羊耳成纤维细胞。结合CRISPR/dCas9技术对VASA基因进行激活,进一步验证载体效率。结果表明,VASA基因随着绵羊睾丸发育,表达水平极显著增加（P<0.01）,且主要定位在精母细胞和圆形精子细胞中。利用CRISPR/Cas9系统构建了VASA基因敲入载体,联合pEGFP-PGK puro-VASA载体转染耳成纤维细胞,CRISPR/dCas9系统激活后,耳成纤维细胞成功表达VASA基因。结果提示,VASA基因在绵羊睾丸发育和精子发生中发挥潜在功能,且通过CRISPR/Cas9系统可在体外构建VASA基因敲入载体,为下一步探究VASA基因对绵羊雄性生殖细胞的发育和分化提供有效的研究手段。     

分枝杆菌LY-1内源性表达元件的筛选及其在降低Cas9蛋白毒性中的应用

【背景】分枝杆菌LY-1因能够将天然植物甾醇代谢转化为重要甾体药物中间体,目前已成为工业上的优势生产菌株。高效的CRISPR/Cas9基因编辑技术是工业菌株代谢工程改造进行产量性状提升的关键。然而由于Cas9蛋白的高表达毒性问题且分枝杆菌中已公开报道的可用表达元件较少,极大地限制了Cas9蛋白在该菌株中的适度表达。【目的】筛选内源性表达元件,利用合适的表达元件启动Cas9蛋白的表达,降低其对菌株的毒性。【方法】依据文献和前期研究获得的分枝杆菌基因转录组水平数据,并结合启动子在线预测网站BDGP(https://www.fruitfly.org/seq＿tools/promoter.html),筛选内源性表达元件。以增强型绿色荧光蛋白作为报告基因对表达元件的强度进行评估,并采用不同强度的表达元件启动Cas9蛋白的表达。【结果】获得了23个不同表达强度的表达元件,采用中等强度的表达元件及弱表达元件都降低了Cas9蛋白对分枝杆菌LY-1的毒性,实现了Cas9蛋白在该菌株中的适度表达。【结论】建立了分枝杆菌LY-1内源性表达元件库,为后续菌株中高效CRISPR/Cas9基因编辑技术的构建及关键...     

利用CRISPR/Cas9系统构建稳定敲除anxa6基因的Caco-2细胞株

【目的】利用CRISPR/Cas9系统构建稳定敲除anxa6基因的Caco-2细胞株,为研究大肠杆菌O157:H7效应蛋白Esp F与宿主膜联蛋白A6 (ANXA6)相互作用及其致病机制奠定基础。【方法】根据CRISPR/Cas9靶向原理设计并合成3个特异性识别anxa6基因的向导RNA (single guide RNA,sgRNA),基于Lenti CRISPRv2载体构建Lenti CRISPRv2-sg RNA重组质粒,转入293T细胞中,制备sgRNA-Cas9慢病毒,将慢病毒感染Caco-2细胞,经嘌呤霉素筛选阳性细胞,有限稀释法分离培养单克隆细胞,提取单克隆细胞基因组DNA,并对敲除位点附近的DNA片段进行PCR扩增,测序并进行脱靶效应评估;免疫印记法检测ANXA6蛋白表达情况,细胞计数试剂盒8 (cell counting kit 8,CCK8)试剂盒检测细胞增殖能力,免疫荧光法检测细胞紧密连接分布情况。【结果】Western blotting及序列测序表明anxa6基因敲除单克隆细胞构建成功;脱靶效应评估结果显示预测的10个脱靶位点均无脱靶现象;基因敲除对细胞增殖能力...     

基于结构的CRISPR蛋白xCas9的优化设计

酿脓链球菌(Streptococcus pyogenes Cas9,SpCas9)已成为强大的基因组编辑工具,但其可识别的前间隔序列临近基序(Protospacer adjacent motifs,PAMs)范围有限,且存在脱靶效应.为解决这些问题,文中提出一种对SpCas9的定向进化突变体xCas9进行优化的理性方法...     

利用CRISPR/Cas9技术构建稳定表达人白蛋白基因的中国仓鼠卵巢细胞系

通过目的基因的随机整合方式,构建得到的CHO表达细胞系,常会因为目的基因插入到染色体内不稳定区域,而在长期传代过程中出现表达不稳定的现象,这主要是由于位点效应所导致的。为了解决这个问题,现利用CRISPR/Cas9技术介导的同源重组,将目的基因直接整合于CHO细胞染色体上的稳定表达区域,以克服位点效应带来的CHO表达细胞系的长期表达不稳定。利用该技术总共获得了2株外源基因(人白蛋白基因)定点整合细胞系; Western blot结果显示,细胞上清液的产物具有人白蛋白抗原性;细胞在贴壁状态下,两株细胞系在第3、12、23、35、50代,细胞每日表达的HSA质量接近,且均维持在0. 5pg cell/d;选取一株表达细胞系,经悬浮驯化后,在批次条件培养下,第1、25、50代的悬浮细胞,在摇瓶内的表达浓度均稳定在13～14mg/L。显示了将外源基因定点整合于CHO细胞基因组内的可行性;且外源基因整合在稳定表达区域后,重组细胞系具有对外源基因长期表达的稳定性。     

利用CRISPR/Cas9系统构建稳定敲除TrxR1基因的HCT-116细胞株北大核心CSCD

为更好地研究靶向硫氧还蛋白还原酶1的小分子化合物的细胞内靶点选择性,利用CRISPR/Cas9系统构建稳定敲除TrxR1基因(编码硫氧还蛋白还原酶1)的HCT-116细胞株。首先根据TrxR1基因序列和CRISPR/Cas9靶点设计原则,设计并选择合适的敲除位点,再根据敲除位点序列设计敲除TrxR1基因的sgRNA干扰序列,以pCasCMV-Puro-U6空质粒载体为骨架构建能表达该sgRNA干扰序列的重组质粒。质粒共转染至HCT-116细胞后,利用嘌呤霉素筛选TrxR1敲除的HCT-116细胞,通过DNA测序、免疫蛋白印迹、TRFS-green荧光探针和细胞内TrxR1酶活力检测等方法鉴定和验证HCT-116细胞的TrxR1基因敲除效果。进一步通过CCK-8实验初步研究靶向TrxR1小分子化合物对细胞内TrxR1酶活力和细胞增殖力抑制的相关性。结果显示,表达sgRNA干扰序列的重组质粒可以敲除HCT-116细胞中TrxR1基因,筛选获得的稳定敲除细胞HCT116-TrxR1-KO中无TrxR1蛋白表达,而靶向TrxR1小分子抑制剂对该细胞无TrxR1酶活力和细胞增殖力抑制效果。本研究利用CRISPR/Cas9系统成功构建了HCT-116的TrxR1基因敲除的稳定细胞株,为进一步研究TrxR1在相关疾病的发生机制和治疗中的作用奠定了基础。     

肝细胞癌p53蛋白过表达的免疫组织化学研究

为探讨肿瘤抑制基因ｐ５３ 在肝癌细胞中的变化, 本实验对３８ 例人肝细胞癌组织ｐ５３ 蛋白的表达进行了免疫组织化学检测, 并与其临床和病理观察进行了比较研究。免疫组化检查显示, １５例肝癌组织ｐ５３蛋白免疫染色阳性, 其突变率为３９．５％ （１５／３８）。比较表明, 肝细胞癌ｐ５３ 蛋白的过度表达与病人的年龄、性别和肿瘤大小无关, 而与肝癌的转移和分化程度有关, 在高分化肝癌中其阳性率为９．１％ （１／１１）, 在中分化肝癌为２２．２％ （２／９）, 在低分化肝癌则高达６６．７％ （１２／１８）。因此, ｐ５３ 蛋白检测可作为肝癌预后判断的指标之一     

基于CRISPR/Cas9系统对干酪乳杆菌进行红色荧光蛋白标记

本实验利用CRISPR/Cas9系统对干酪乳杆菌(Lactobacillus casei) LC2W进行红色荧光蛋白(red fluorescent protein,RFP)标记,用于研究干酪乳杆菌在肠道内的分布和定植状况,评价其作为益生菌的功能。首先,基于本实验室已有的干酪乳杆菌CRISPR/Cas9编辑质粒pLCNICK-1628构建重组质粒pLCNICK-1628-RFP,电转入干酪乳杆菌LC2W感受态细胞中,使干酪乳杆菌基因组中的LC2W-1628基因被红色荧光蛋白基因替换,从而使干酪乳杆菌LC2W能表达出红色荧光蛋白。得到红色荧光标记的干酪乳杆菌LC2W突变株后,测定了其荧光强度-OD600标准曲线,发现RFP在干酪乳杆菌LC2W中能稳定表达。     

CRISPR/Cas9 system in Plasmodium falciparum using the centromere plasmid

The CRISPR/Cas9 nuclease system is a powerful method to genetically modify the human malarial parasite, Plasmodium falciparum. Currently, this method is carried out by co-transfection with two plasmids, one containing the Cas9 nuclease gene, and another encoding the sgRNA and the donor template DNA. However, the efficiency of modification is currently low owing to the low frequency of these plasmids in the parasites. To improve the CRISPR/Cas9 nuclease system for P. falciparum, we developed a novel method using the transgenic parasite, PfCAS9, which stably expresses the Cas9 nuclease using the centromere plasmid. To examine the efficiency of genetic modification using the PfCAS9 parasite, we performed site-directed mutagenesis of kelch13 gene, which is considered to be involved in artemisinin resistance. Our results demonstrated that the targeted mutation could be introduced with almost 100% efficiency when the transfected PfCAS9 parasites were treated with two drugs to maintain both the centromere plasmid containing the Cas9 nuclease and the plasmid having the sgRNA. Therefore, the PfCAS9 parasite is a useful parasite line for the genetic modification of P. falciparum.     

CRISPR/dCas9系统在活细胞成像领域的研究进展

研究不同基因、染色体以及基因与染色体之间的时空关系在遗传学、发育生物学和生物医学等领域具有重要意义。CRISPR/Cas9基因编辑技术具有优异的靶向性,已经成为应用最广泛的基因编辑工具。近年来,研究人员基于Cas9的核酸酶失活突变体dCas9发展了一系列先进的活细胞成像技术,为染色质、基因组特定位点的高分辨成像提供了快速、方便的研究工具。文中从细胞递送方式、荧光信号优化以及正交多色成像3个方面对CRISPR/dCas9系统在活细胞成像中的研究进展进行了综述,并对该领域的发展趋势进行了展望。     

CRISPR/Cas9介导的RPSA基因敲除细胞系的建立及其应用

[目的]利用CRISPR/Cas9技术建立RPSA基因缺失的乳仓鼠肾细胞(baby hamster kidney cells,BHK21)细胞系,为开展RPSA调控病毒复制机制研究提供工具;同时,初步探究RPSA对塞内卡病毒复制的影响.[方法]根据GenBank中仓鼠的RPSA基因序列找到产生不同转录本的共同外显子段,...     

利用CRISPR/Cas9技术构建CTCF蛋白降解细胞系

CTCF是脊椎动物关键的绝缘子蛋白,在细胞生命过程中发挥重要作用,敲除CTCF基因会导致小鼠胚胎死亡。为进一步探讨CTCF的功能,本文利用CRISPR/Cas9介导的同源重组,在内源性CTCF表达框上游敲入一个有丝分裂期降解结构域(Mitosis-special degradation domain, MD),该结构域可以带动CTCF融合蛋白在M期降解。作为对照,将MD结构域的第42位的精氨酸突变为丙氨酸,形成无降解活性的MD^*,可使MD^*-CTCF融合蛋白始终稳定存在。将嘌呤霉素与融合蛋白同时表达,即可利用抗生素筛选,高效地筛选到纯合克隆。利用蛋白印迹技术和免疫荧光检测3种细胞在不同细胞周期的CTCF蛋白变化情况,发现MD-CTCF细胞系CTCF蛋白含量约为野生型细胞的10%,MD^*-CTCF细胞系的CTCF含量与野生型没有显著差别;通过流式细胞术观测降解CTCF对细胞的影响,发现MD-CTCF细胞系G1期明显延长。总之,利用CRISPR/Cas9技术在CTCF表达框上游高效地插入MD,首个CTCF特异性降解的人类细胞系获得成功构建。     

Study on the function of Helicoverpa armigera Wnt1 gene using CRISPR/Cas9 system

The Wnt signaling pathway, as a highly conserved signaling pathway in evolution, plays an important role in many biological processes. The research of Wnt signaling pathway through gene editing has been implemented in a variety of organisms. Among the various genome editing tools available for functional genomic research, CRISPR is popular because of its ease of use and versatility. Here, we use the CRISPR/Cas9 system to knock out the HaWnt1 gene of the important agricultural pest Helicoverpa armigera to explore the impacts on embryo development. Direct injection of Cas9 protein and Wnt1-specific single guide RNA (sgRNA) into H. armigera embryos successfully induced Wnt1 gene deletion mutants, which showed high lethality, abnormal segmentation, defected appendages and defected pigmentation. qRT-PCR analysis revealed that the deletion of Wnt1 gene affected the expression of several genes, which were closely related to the growth and development of insects. Our results indicate that HaWnt1 signaling pathway is essential for embryonic development of H. armigera. The study of the function of HaWnt1 gene not only lays the foundation for the study of the somatic development pattern of H. armigera, but also provides a candidate gene for genetic control of H. armigera.