靶向剪切AAVS1位点CRISPR/Cas9腺病毒系统的构建

本研究拟使用腺病毒介导的CRISPR/Cas9系统靶向剪切AAVS1位点,为实现AAVS1位点基因定点插入奠定基础。设计针对AAVS1位点的gRNA序列,连接到pENTRY-U6-h EF1a-Cas9载体,通过Gateway技术重组到腺病毒骨架质粒pAD,转染293A细胞包装腺病毒。腺病毒感染Hela细胞系,使用T7E1酶切及测序检测AAVS1位点的打靶效率。T7EI酶切结果显示腺病毒介导的CRISPR/Cas9系统剪切效率达到28.5%。腺病毒介导的CRISPR/Cas9系统对AAVS1位点成功实施了剪切,为下一步在Hela细胞内进行基因定点敲入及基因治疗奠定了基础。     

应用Surrogate 报告载体提高RISPR/Cas9 对TMEM215基因的打靶效率*

目的:构建Surrogate报告载体,并利用Surrogate报告载体提高CRISPR/Cas9对HEK293T细胞TMEM215基因打靶效率。方法:构建针对人TMEM215的CRISPR/Cas9表达载体及相应Surrogate报告载体,两者共转HEK293T细胞,通过流式分析、T7EI检测、TA克隆测序等明确Surrogate报告载体对不同sgRNA打靶效率的检测及对基因修饰细胞的筛选富集作用。结果:流式分析结果表明,Surrogate报告载体成功检测出不同sgRNA的打靶效率,并筛选出高效率sgRNA;T7EI检测及TA克隆测序显示,外加嘌呤霉素抗性筛选时,Surrogate报告载体可有效富集基因修饰细胞。结论:成功构建Surrogate报告载体,并利用Surrogate报告载体提高CRISPR/Cas9对HEK293T细胞TMEM215基因的打靶效率。     

利用CRISPR/Cas9基因编辑技术构建CDH1基因敲除的人乳腺癌MCF-7稳定细胞系

目的:利用CRISPR/Cas9基因编辑技术构建CDH1基因缺失的人乳腺癌MCF-7稳定细胞系。方法:根据CRISPR/Cas9靶点设计原则,设计能特异性针对CDH1基因的sgRNA,以lentiCRISPR v2质粒为骨架构建能表达此sgRNA和Cas9蛋白的重组质粒。测序鉴定后,将重组质粒与逆转录病毒包装质粒VSVG、PAX2在氯化钙介导下共同转入HEK293T细胞进行病毒包装,转染48 h后收集病毒上清,直接感染人乳腺癌MCF-7细胞。采用嘌呤霉素筛选CDH1缺失的乳腺癌MCF-7细胞,通过DNA测序、Western印迹及免疫荧光染色实验验证获得的MCF-7细胞。结果:构建了靶向CDH1的CRISPR/Cas9质粒;DNA测序和Western印迹实验结果表明获得了稳定敲除CDH1的人乳腺癌MCF-7细胞。免疫荧光染色结果显示,相比对照组,稳定敲除CDH1的MCF-7细胞中已无法明显观察到E-钙黏蛋白的表达分布。结论:通过CRISPR/Cas9基因编辑技术构建了CDH1基因缺失的MCF7细胞系,为进一步研究CDH1在肿瘤免疫治疗中的作用提供了基础。     

NPAS2基因敲除的HepG2细胞系构建及其对肝癌细胞凋亡的影响

目的:利用CRISPR/Cas9基因编辑技术构建生物节律基因NPAS2敲除的HepG2肝癌细胞系,并初步探讨NPAS2基因敲除对肝癌细胞凋亡的影响。方法:利用sgRNA在线设计工具,针对NPAS2设计两条sgRNA;利用PX459质粒构建分别含有两条sgRNA的敲除载体PX459-sgRNA1;PX459-sgRNA2;利用T7核酸内切酶I检测两条sgRNA活性;将活性较高的打靶载体瞬时转染HepG2细胞,经过药物筛选,克隆化培养及基因测序后得到NPAS2敲除的HepG2肝癌细胞系;利用Western blot检测NPAS2蛋白的表达和凋亡相关蛋白Caspase3的活化;利用流式细胞仪检测敲除细胞系的凋亡水平。结果:成功构建了针对NPAS2的打靶载体;并筛选得到了活性较高的打靶载体;经过药物筛选和克隆化培养得到的NPAS2敲除肝癌细胞系未检测到NPAS2蛋白的表达;进一步发现NPAS2敲除的肝癌细胞Caspase3明显活化,凋亡水平显著升高。结论:利用CRISPR/Cas9基因编辑技术成功构建了NPAS2基因敲除的HepG2肝癌细胞系,并发现NPAS2敲除可以促进肝癌细胞凋亡,为进一步研究生物节律基因NPAS2及其它相关基因在肝癌发生发展中的作用机制提供了有力的工具。     

基于CRISPR/cas9系统高效编辑小鼠Galt基因

GALT基因突变是人类I型半乳糖血症的主要病因。拟通过CRISPR/cas9系统打靶小鼠Galt基因以模拟人GALT基因突变,从而为建立精准模拟I型半乳糖血症的动物模型奠定基础。首先分析了我国I型半乳糖血症GALT基因的致病突变位点,并将其定位在小鼠Glat基因上,作为小鼠Galt基因的拟突变位点,然后根据拟突变位点区域的序列设计了sgRNA导向序列,构建sgRNA表达质粒,将其与cas9表达质粒共转染小鼠3T3细胞,通过嘌呤霉素和杀稻瘟菌素筛选阳性转染细胞,提取阳性细胞基因组DNA,PCR扩增打靶位点的DNA片段,通过TA克隆测序鉴定基因编辑情况并分析编辑效率。结果表明,3个sgRNA导向序列均可以通过CRISPR/Cas9系统高效编辑小鼠Galt基因,编辑效率为100%。     

利用CRISPR/Cas9技术产生肌肉特异表达Cas9的小鼠胚胎

目的通过CRISPR/Cas9技术获得肌肉特异性表达Cas9蛋白小鼠胚胎,为建立肌肉特异表达Cas9小鼠动物模型奠定基础。方法设计小鼠Rosa26位点sgRNA并通过体外酶切验证活性,同时使用同源重组构建肌肉特异性同源打靶载体;通过显微注射将Rosa26sgRNA与Cas9蛋白注射到小鼠胚胎,通过PCR及测序检测胚胎的编辑情况,同时移植到假孕母鼠体内,待其生产;将同源打靶载体与Rosa26sgRNA和Cas9一起注射到小鼠胚胎,通过PCR检测整合情况。结果体外酶切实验表明,体外转录的sgRNA与Cas9蛋白联合可对靶位点产生编辑作用;成功构建了肌肉特异性同源打靶载体Donor-SP-px459;通过原核注射获得Rosa26基因编辑胚胎,经移植获得Rosa26基因编辑小鼠;注射同源打靶载体后,成功获得肌肉特异表达Cas9蛋白的基因打靶小鼠胚胎。结论利用CRISPR/Cas9技术,成功获得Rosa26基因编辑胚胎和小鼠,并获得了肌肉特异性表达Cas9蛋白小鼠胚胎,为利用基因打靶构建肌肉特异表达Cas9的小鼠动物模型奠定基础。     

利用CRISPR/Cas9技术对miRNA-125a进行基因编辑的实验研究

近年来, CRISPR/Cas9技术被迅速应用于生物学研究的各个领域。miRNA-125a已被证实与生殖密切相关,研究者在自然流产的患者中发现了异常的miRNA-125a。该研究利用CRISPR/Cas9技术在人绒毛膜滋养层细胞HTR8-S/Vneo中对miRNA-125a进行了定点编辑。对于定点敲除,我们首先在pX458表达载体的基础上额外引入一组启动子和sgRNA骨架序列用于片段敲除,此后分别设计用于单点敲除和片段敲除的sgRNA进行表达载体的构建,表达载体转染HTR8细胞后通过流式分选和T7EI酶切鉴定阳性单克隆;对于定点敲入,我们在体外构建供体载体,与CRISPR表达载体共转染HTR8细胞,通过流式分选和PCR鉴定阳性单克隆。DNA测序结果显示,敲除及敲入阳性单克隆细胞系在指定区域的碱基序列发生了改变; RT-qPCR结果显示,阳性单克隆细胞系中mi RNA-125a-5p和mi RNA-125a-3p的表达量较野生型也发生了相应变化;体外实验还显示, miRNA-125a有抑制HTR8-S/Vneo细胞系增殖及迁移的功能。研究证实, CRISPR/Cas9技术在细胞系中编辑mi RNAs是有效可行的,且对于miRNA-125a的定点敲除,片段敲除的效果要好于单点敲除。     

利用CRISPR/Cas9技术建立OXTR基因敲除猪胎儿成纤维细胞系

利用CRISPR/Cas9系统建立催产素受体(oxytocin receptor,OXTR)基因敲除的巴马猪胎儿成纤维细胞系(porcine fetal fibroblasts,PFFs),为构建OXTR基因敲除巴马猪模型提供供体细胞。首先,对人和猪的OXTR基因进行了生物学信息分析。其次,利用在线设计工具设计了2个靶向猪OXTR外显子区的sgRNA,并克隆至pX330骨架质粒中,最后将打靶质粒和Neomycin抗性质粒共转染至PFFs中,用G418药物筛选出抗性单克隆细胞,测序鉴定其基因型。生物信息学分析显示人和猪OXTR基因进化距离较近,氨基酸序列一致性达到91%,相似性为93%,三维结构的RMSD值为0.009。成功构建OXTR基因的Cas9/sgRNA打靶载体,转染PFFs细胞后,药物筛选获得OXTR基因敲除的单克隆细胞并测序证实了基因突变型。人和猪OXTR基因具有高度同源性;构建的Cas9/sgRNA表达载体高效实现了OXTR基因编辑,成功获得基因敲除的单细胞克隆,为后续构建OXTR敲除的巴马猪模型奠定了前期基础。     

利用CRISPR/Cas9技术构建AEG-1基因敲除U251细胞系并探讨其转移行为的特点

星形胶质细胞上调基因-1(astrocyte elevated gene-1,AEG-1)在多种肿瘤中过表达,参与肿瘤的形成、转移等过程。本实验利用CRISPR/Cas9技术敲除AEG-1基因并研究其在胶质瘤细胞转移过程中的作用。首先设计构建sgRNA/Cas9二合一表达载体并转染到人胶质瘤U251细胞中,通过TA克隆测序鉴定sgRNA的活性;然后筛选建立稳定的AEG-1敲除U251细胞系,并利用Western blot实验检测AEG-1的敲除效率;最后利用Transwell小室、划痕实验评价AEG-1敲除后对肿瘤细胞迁移能力的影响。结果显示,成功构建靶向敲除AEG-1基因的sgRNA/Cas9二合一表达载体,所构建的载体与实验设计相一致,通过TA克隆测序鉴定sgRNA有活性;成功建立稳定的AEG-1敲除U251细胞系,Western blot实验结果表明敲除效率高达98%; Transwell小室实验、划痕实验结果表明AEG-1敲除U251细胞系的转移能力明显降低。     

CRISPR/Cas9编辑雪兔Corin基因载体的构建

[目的]通过CRISPR/Cas9系统构建雪兔Corin基因编辑载体。[方法]通过在线CRISPR设计工具设计2个靶点,退火制备sgRNA双链,用BbsⅠ酶得到线性p X330载体后,经重组酶连接得到重组质粒。将重组质粒转化到DH5α感受态细胞,再对其进行PCR鉴定及测序比对分析。[结果]通过特异性扩增以及测序结果表明sgRNA准确地连入载体,插入序列无突变,与预期序列高度一致,重组子阳性率为100%。[结论]成功构建了雪兔Corin基因敲除载体,为进一步利用CRISPR/Cas9技术进行雪兔Corin基因编辑工作提供了研究基础。     

利用CRISPR/Cas9技术构建PERV敲除的PK15细胞系

[目的]利用CRISPR/Cas9技术对猪内源性逆转录病毒(PERV)进行编码区的大片段敲除,获得PERV敲除的阳性PK15单克隆细胞系。[方法]通过对巴马小型猪基因组进行高通量测序,获得PERV高度保守序列,再根据CRISPR/Cas9的构建原理,设计2个gRNA,并将其同时整合入含有PB转座子的可表达Cas9蛋白的载体中,即PB-CAG-2×gRNA-Cas9载体。然后以电转方式将打靶载体转入PK15细胞中,并通过药物(G418)筛选方法筛出单细胞克隆。通过PCR鉴定,挑出阳性克隆,并将其传代扩大获得细胞系。[结果]酶切、测序验证了载体PB-CAG-2×gRNA-Cas9的正确性,PCR结果显示7株单克隆细胞系均有约3600bp的PERV大片段敲除。[结论]构建了PERV敲除的基因打靶载体PB-CAG-2×gRNA-Cas9,并利用该载体成功打靶获得了7株PERV大片段敲除的PK15细胞系。     

基于CRISPR/Cas9技术敲除SAMHD1肝癌细胞系的构建及对增殖的影响

运用CRISPR/Cas9基因编辑技术,建立SAMHD1基因敲除的Huh7细胞系,并检测敲除SAMHD1基因后对人肝癌细胞Huh7细胞增殖的影响.针对SAMHD1基因作用的功能区域,设计靶向SAMHD1的小向导sgRNA(Small Guide RNA).构建lentiCRISPRv2-SAMHDl-gRNA重组质粒转化后测序.筛选稳定敲除SAMHD1的稳定细胞系并测序鉴定.采用克隆形成实验分析基因SAMHD1敲除后肝癌细胞Huh7细胞的增殖能力.测序结果显示lentiCRISPRv2-SAMHDl-gRNA载体构建成功.Western blot结果和测序结果表明成功构建敲除SAMHD1的Huh7稳定细胞系.克隆形成实验结果表明,相对于Huh7-WT细胞,Huh7-KO SA-MHD1的细胞增殖能力增强(P＜0.01).成功构建基于CRISPR/Cas9技术敲除SAMHD1基因的Huh7细胞系,SAMHD1的表达缺失促进肝癌细胞的增殖.     

Cas9-sgRNA共质粒系统提高在AAVS1位点的打靶效率

目的:为进一步提高CRISPR/Cas9系统的打靶效率,比较共质粒或双质粒表达Cas9内切酶和小向导RNA(sg RNA)的不同载体设计对其打靶效率的影响。方法:将针对AAVS1位点的2个sg RNA序列分别插入表达Cas9的质粒p Sp Cas9上,再将其构建为Cas9-sg RNA二合一的共质粒以及独立表达sg RNA和Cas9的双质粒系统;质粒转染293T细胞后,用T7E1酶切方法检测打靶效率。结果:不经过变性退火的PCR片段也能直接进行T7E1酶切;Cas9-sg RNA共质粒系统的打靶效率显著高于双质粒系统。结论:T7E1酶切方法可去除变性退火步骤,简化了传统的检测方法。采用Cas9-sg RNA共表达的载体设计可显著提高打靶效率。     

利用CRISPR/Cas9基因编辑技术建立FcγR基因大片段敲除小鼠模型

目的使用CRISPR/Cas9基因编辑技术敲除长度约为90 kb的小鼠FcγR2b,FcγR3,FcγR4基因簇,为构建FcγR基因人源化小鼠奠定基础。方法使用在线预测软件在FcγR2b,FcγR3外显子区设计sgRNA,在每一位点挑选脱靶效应较低的五个候选sgRNA。通过CRISPR/Cas9活性检测试剂盒检测sgRNA在体外的活性。选取活性较高的sgRNA体外转录,与Cas9 mRNA一并注射受精卵。通过PCR检测及测序,得到1只敲除片段为89 711 bp的基因修饰小鼠,且同时敲除FcγR2b基因5’端,FcγR3基因3’端及FcγR4基因。而且还利用软件预测了8个脱靶可能性最高的位点,并对首建鼠基因组的上述8个脱靶位点全部测序确认。结果结果显示未在预测脱靶位点附近发现小片段插入或缺失。结论建立了利用CRISPR/Cas9基因编辑技术敲除基因组超大片段的技术,该技术结合BAC转基因技术,将为建立含有复杂基因族的人源化小鼠提供新的途径。     

基于AAVS1位点构建稳定表达Cas9蛋白的非小细胞肺癌细胞系

该研究旨在利用CRISPR/Cas9介导的同源重组技术将Cas9基因序列整合入非小细胞肺癌A549细胞基因组中的AAVS1位点,建立稳定表达Cas9蛋白的A549单克隆细胞系。该技术避免了Cas9基因随机整合进入基因组带来的潜在风险。通过PCR、Western blot、CCK-8、STR技术分别检测A549单克隆细胞系的插入位点、Cas9蛋白水平、细胞增殖能力、基因编辑能力以及细胞身份信息。上述结果显示,在单克隆细胞系A549 Cas9-copGFP-1中Cas9基因准确插入至AAVS1安全位点并高表达Cas9蛋白,细胞增殖能力未发生改变。此外,该细胞还具有良好的基因编辑能力,细胞身份信息准确无误。总之, A549 Cas9-copGFP-1细胞可用于进一步的基因编辑,为肺癌相关基因的高通量筛选和功能性研究提供一种有力工具。     

CHO细胞基因组NW-003614092.1内稳定表达位点的发现*

目的:获得中国仓鼠卵巢细胞(Chinese hamster ovary cells,CHO)内稳定表达位点信息,为构建重组蛋白CHO稳定表达株、缩短研发时间线提供信息明确的稳定位点。方法:对慢病毒随机整合Zsgreen1基因的具有潜在稳定表达位点的CHO-K1-1d2细胞株进行连续传代培养,验证表达稳定性;通过染色体步移分析慢病毒载体整合位点,并利用CRISPR/Cas9技术验证位点的可编辑性。结果:CHO-K1-1d2细胞在连续贴壁培养20代、悬浮培养50代过程中,能够100 %发绿色荧光,且荧光强度稳定,能够稳定表达Zsgreen1蛋白;染色体步移分析测序结果表明,CHO-K1-1d2细胞中慢病毒载体整合于CHO细胞基因组NW-003614092.1上第1 159 463与1 159 467碱基间;共转染sgRNA与Cas9质粒后,测序结果表明,该位点可被CRISPR/Cas9技术编辑。结论:CHO细胞基因组NW-003614092.1内存在一个信息明确的、能够被CRISPR/Cas9技术编辑的稳定表达位点。     

运用CRISPR/Cas9技术敲除人源黏着斑蛋白基因

目的:建立CRISPR/Cas9n系统,用于敲除人源黏着斑蛋白(VCL)基因。方法:设计一个靶向人源VCL基因第3个外显子的单向导RNA(sgRNA),分别克隆表达载体后,通过慢病毒转入人MDA-MB-231细胞,通过PCR及Western印迹检测细胞株中VCL基因的敲除效果。结果:测序结果显示靶向VCL基因CRISPR/Cas9重组质粒构建成功;PCR产物测序结果表明本次设计的Cas9/sgRNA能够对VCL基因进行编辑敲除;Western印迹显示Cas9-VCL组的MDA-MB-231细胞内VCL表达水平较对照组显著降低。结论:通过CRISPR/Cas9系统获得了靶向VCL基因的重组质粒,构建的重组质粒能有效敲除VCL。     

利用CRISPR/Cas9系统构建稳定敲除TrxR1基因的HCT-116细胞株北大核心CSCD

为更好地研究靶向硫氧还蛋白还原酶1的小分子化合物的细胞内靶点选择性,利用CRISPR/Cas9系统构建稳定敲除TrxR1基因(编码硫氧还蛋白还原酶1)的HCT-116细胞株。首先根据TrxR1基因序列和CRISPR/Cas9靶点设计原则,设计并选择合适的敲除位点,再根据敲除位点序列设计敲除TrxR1基因的sgRNA干扰序列,以pCasCMV-Puro-U6空质粒载体为骨架构建能表达该sgRNA干扰序列的重组质粒。质粒共转染至HCT-116细胞后,利用嘌呤霉素筛选TrxR1敲除的HCT-116细胞,通过DNA测序、免疫蛋白印迹、TRFS-green荧光探针和细胞内TrxR1酶活力检测等方法鉴定和验证HCT-116细胞的TrxR1基因敲除效果。进一步通过CCK-8实验初步研究靶向TrxR1小分子化合物对细胞内TrxR1酶活力和细胞增殖力抑制的相关性。结果显示,表达sgRNA干扰序列的重组质粒可以敲除HCT-116细胞中TrxR1基因,筛选获得的稳定敲除细胞HCT116-TrxR1-KO中无TrxR1蛋白表达,而靶向TrxR1小分子抑制剂对该细胞无TrxR1酶活力和细胞增殖力抑制效果。本研究利用CRISPR/Cas9系统成功构建了HCT-116的TrxR1基因敲除的稳定细胞株,为进一步研究TrxR1在相关疾病的发生机制和治疗中的作用奠定了基础。     

基于CRISPR/Cas9系统定点编辑小鼠MAD2L1基因及其脱靶效应分析

目的建立利用CRISPR/Cas9系统对小鼠MAD2L1基因第二外显子基因编辑的方法体系,并分析CRISPR/Cas9对MAD2L1基因编辑的脱靶效应。方法通过CHOPCHOP网站设计位于小鼠MAD2L1基因第二外显子的靶点序列,并构建Cas9-MAD2L1载体,将该载体转染到NIH/3T3细胞中,通过嘌呤霉素筛选并结合荧光显微镜观察GFP后,提取细胞转染后的基因组DNA,利用PCR方法,结合T7E1分析和桑格尔测序,鉴定对小鼠MAD2L1基因编辑情况,并对转染后的NIH/3T3细胞进行CRISPR/Cas9脱靶效应分析。结果将Cas9-MAD2L1载体转染到NIH/3T3细胞并进行嘌呤霉素筛选后,荧光显微镜下观察到大量表达GFP的细胞,PCR结合T7E1结果显示,以转染后的细胞DNA为模板扩增出的228 bp MAD2L1 PCR产物,可被酶切成166 bp和62 bp片段,测序结果显示,成功对MAD2L1基因第二外显子靶点处进行基因编辑,脱靶效应分析未检测到CRISPR/Cas9有对脱靶位点进行基因编辑。结论成功建立对小鼠MAD2L1基因第二外显子进行基因编辑的方法体系,设计的对MAD2L1基因编辑靶点未检测到脱靶效应的发生。     

利用CRISPR/Cas9系统构建稳定敲除anxa6基因的Caco-2细胞株

【目的】利用CRISPR/Cas9系统构建稳定敲除anxa6基因的Caco-2细胞株,为研究大肠杆菌O157:H7效应蛋白Esp F与宿主膜联蛋白A6 (ANXA6)相互作用及其致病机制奠定基础。【方法】根据CRISPR/Cas9靶向原理设计并合成3个特异性识别anxa6基因的向导RNA (single guide RNA,sgRNA),基于Lenti CRISPRv2载体构建Lenti CRISPRv2-sg RNA重组质粒,转入293T细胞中,制备sgRNA-Cas9慢病毒,将慢病毒感染Caco-2细胞,经嘌呤霉素筛选阳性细胞,有限稀释法分离培养单克隆细胞,提取单克隆细胞基因组DNA,并对敲除位点附近的DNA片段进行PCR扩增,测序并进行脱靶效应评估;免疫印记法检测ANXA6蛋白表达情况,细胞计数试剂盒8 (cell counting kit 8,CCK8)试剂盒检测细胞增殖能力,免疫荧光法检测细胞紧密连接分布情况。【结果】Western blotting及序列测序表明anxa6基因敲除单克隆细胞构建成功;脱靶效应评估结果显示预测的10个脱靶位点均无脱靶现象;基因敲除对细胞增殖能力...