CRISPR/Cas9系统介导的miR-155基因敲除细胞的制备

为研究miR-155基因在猪肺泡巨噬细胞系(3D4/21)中的功能,采用CRISPR/Cas9系统构建miR-155敲除的猪肺泡巨噬细胞系。首先,采用sgRNA-cas9程序,设计4个靶向miR-155的特异性sgRNA引物序列。然后构建sgRNA表达载体,与pEGFP-C1-cas9载体共转染3D4/21细胞,进行流式分选并富集表达绿色荧光蛋白GFP的细胞。最后,采用T7E I酶酶切、Sanger测序、实时荧光定量PCR(qPCR)、western blot等方法检测敲除效率,发现miR-155基因可以被以上4个sgRNA编辑,其中sgRNA39的敲除效率最高,T7E I酶酶切检测流式分选后的敲除效率有42%;Sanger测序显示sgRNA39细胞系敲除31个碱基;RT-qPCR结果显示miR-155-5p/3p表达量均有下降;western blot结果表明miR-155靶基因SHIP1的蛋白表达量升高。成功构建miR-155敲除的3D4/21细胞为进一步探讨miR-155在巨噬细胞发挥的调控功能研究提供细胞模型。     

CRISPR/Cas9介导的水稻OsRhoGAP2基因的敲除

OsRhoGAP2是通过酵母双杂交从水稻幼穗组织分离的一种Rho GTP酶激活蛋白质编码基因,其功能尚不明确。为鉴定该基因的功能,本研究采用CRISPR/Cas9技术构建了OsRhoGAP2基因单靶标敲除载体,并转化日本晴水稻。对转基因水稻的筛选以及编辑靶点扩增和测序结果表明,在T_0代获得3种杂合突变体,在T_1代获得2种纯合突变体,命名为株系1和株系16。2个纯合敲除株系在OsRhoGAP2编辑靶点分别缺失2个和1个碱基,均导致该基因的移码突变并最终造成无义突变。序列分析显示,突变体中预期生成的OsRhoGAP2截短蛋白质丧失了保守的RhoGAP结构域及CRIB基序。抽穗期水稻的叶片扫描电镜观察结果显示,株系1的叶片表皮毛大量缺失;对抽穗期水稻的剑叶进行光合指标测量,发现突变体与野生型在净光合速率与气孔导度上存在显著差异。其中,株系1和株系16的净光合速率分别上升17.79%和7.70%,气孔导度分别上升113.10%和64.50%,提示OsRhoGAP2基因的功能可能涉及这些生物学过程。     

利用CRISPR/Cas9技术建立OXTR基因敲除猪胎儿成纤维细胞系

利用CRISPR/Cas9系统建立催产素受体(oxytocin receptor,OXTR)基因敲除的巴马猪胎儿成纤维细胞系(porcine fetal fibroblasts,PFFs),为构建OXTR基因敲除巴马猪模型提供供体细胞。首先,对人和猪的OXTR基因进行了生物学信息分析。其次,利用在线设计工具设计了2个靶向猪OXTR外显子区的sgRNA,并克隆至pX330骨架质粒中,最后将打靶质粒和Neomycin抗性质粒共转染至PFFs中,用G418药物筛选出抗性单克隆细胞,测序鉴定其基因型。生物信息学分析显示人和猪OXTR基因进化距离较近,氨基酸序列一致性达到91%,相似性为93%,三维结构的RMSD值为0.009。成功构建OXTR基因的Cas9/sgRNA打靶载体,转染PFFs细胞后,药物筛选获得OXTR基因敲除的单克隆细胞并测序证实了基因突变型。人和猪OXTR基因具有高度同源性;构建的Cas9/sgRNA表达载体高效实现了OXTR基因编辑,成功获得基因敲除的单细胞克隆,为后续构建OXTR敲除的巴马猪模型奠定了前期基础。     

CRISPR/Cas9系统介导的地衣芽孢杆菌基因敲除

地衣芽孢杆菌是具有广泛应用的重要工业微生物,迄今为止这一菌株的基因编辑工具仍十分有限。CRISPR(clustered regularly interspaced short palindromic repeats)/Cas9系统已在许多物种中成功应用于基因编辑,然而地衣芽孢杆菌极低的转化和重组效率为CRISPR/Cas9系统在这一宿主中的应用带来障碍。本研究构建了诱导型表达Cas9蛋白的重组质粒,成功实现了CRISPR/Cas9系统介导的地衣芽孢杆菌淀粉酶编码基因amy L的敲除。结果显示,所设计的3个sg RNA均能实现目的基因的有效编辑,基因敲除的成功率分别为58%、39%和37%。淀粉酶基因敲除的重组大肠杆菌生长无显著影响,淀粉酶活力为原始菌的0.86%。以上成果为研究地衣芽孢杆菌的基因功能及通过菌种改造提升这一工业微生物的发酵性能提供了新型、有效的基因编辑工具。     

CRISPR/Cas9技术制备猪肌肉生长抑制素基因敲除细胞

采用CRISPR/Cas9技术制备质粒HRX-2MCS和PX330,两种质粒转染湖北白猪胎儿成纤维细胞,G418筛选抗性细胞株。收集培养细胞提取总DNA,分子定位PCR法检测绿色荧光蛋白(GFP)基因在猪肌肉生长抑制素(MSTN)基因外显子上的定位整合情况,得到T1靶位点整合细胞5株和T3靶位点整合细胞3株。Q-PCR定量分析结果表明3108号阳性细胞株MSTN基因m RNA表达量减少50%,实验获得的基因敲除细胞可以用于体细胞核移植法制备MSTN基因敲除猪的研究。     

CRISPR/Cas9介导的同源重组插入敲除人SH2B3基因

SH2B3基因的突变可以显著提高人干细胞向红细胞诱导分化的效率。该研究利用CRISPR/Cas9技术介导的同源重组插入敲除策略,建立了一种高效获得特定基因编辑类型的敲除SH2B3基因的方法。通过设计两个含有不同荧光标记和不同抗性基因的同源重组筛选载体和一个靶向SH2B3基因的CRISPR/Cas9敲除载体,共转染HeLa细胞,然后用嘌呤霉素和新霉素进行筛选,两周后一部分细胞用于分子生物学检测,另一部分细胞通过有限稀释法分离单细胞克隆。结果显示,在药物抗性筛选两周的HeLa细胞中,野生型SH2B3基因转录产物几乎检测不到,可以检测到重组型转录产物的表达。敲除效率的统计结果显示,在获得的19株SH2B3基因敲除细胞中,有11株细胞为双等位基因插入敲除。另外8株细胞为单等位基因插入敲除,其中有2株细胞的等位基因没有检测到突变,而剩余的6株细胞的等位基因都检测到有突变。因此,该研究的双插入敲除率为57.9%,双敲除率达到89.5%。该研究为构建SH2B3基因敲除的人多能干细胞系奠定了基础,也为建立一种高效、低成本的诱导红细胞的技术体系提供了有效的工具。     

CRISPR/Cas9介导的RPSA基因敲除细胞系的建立及其应用

[目的]利用CRISPR/Cas9技术建立RPSA基因缺失的乳仓鼠肾细胞(baby hamster kidney cells,BHK21)细胞系,为开展RPSA调控病毒复制机制研究提供工具;同时,初步探究RPSA对塞内卡病毒复制的影响.[方法]根据GenBank中仓鼠的RPSA基因序列找到产生不同转录本的共同外显子段,...     

利用CRISPR/Cas9系统建立Xist基因敲除猪模型

体细胞核移植技术在家畜良种繁育、基因修饰动物生产、濒危动物的拯救和人类疾病的治疗等领域具有重要的应用价值,但目前克隆动物生产效率较低,平均不超过5%。低下的克隆效率极大地限制了该技术的快速发展。在影响克隆猪生产效率的诸多因素中,X染色体的异常失活是导致克隆效率低下的重要原因,而与X染色体失活密切相关的一个重要基因是Xist基因,这表明Xist基因可能直接或间接地影响猪的克隆效率。本文以CRISPR/Cas系统为基础,在Xist基因上设计5个CRISPR/Cas系统打靶位点,并筛选出有效的Target 3、Target 4 sgRNA,在细胞水平切割效率为1%和3%,在胚胎水平为75%和85.7%。同时将有效的sgRNA体外转录并显微注射至胚胎体内,发现Target 3和Target 4组合效果最好,敲除效率为100%。通过胞浆注射和胚胎移植方法生产出6头克隆猪,有2头活仔实现完全敲除。本文成功建立Xist基因敲除猪模型,为后续通过敲除猪Xist基因提高克隆效率的研究奠定了基础。     

CRISPR/Cas9系统介导的棉花GhNAC3基因编辑

为创制棉花耐旱种质资源,解决棉花耐旱资源贫乏以及提高水资源利用率,研究依据CRISPR/Cas9编辑原理,对课题组前期利用RT-PCR技术筛选耐旱相关基因GhNAC3(Gh＿D02G0790)的第一外显子区域设计2个20 bp的编辑靶点,并在陆地棉基因组数据库中比对分析靶点序列,排除非特异性编辑,将2个靶点核苷酸片段分别与gRNA-AtU6载体连接,通过2次PCR扩增,得到含特异性连接接头的AtU6-GhNAC3表达盒,再将表达盒连接到CRISPR/Cas9(pRGEB32-7)载体上,获得CRISPR-GhNAC3重组表达载体,利用农杆菌介导法转化陆地棉受体YZ-1,再生培养得到T₀代转基因幼苗,通过PCR检测Cas9蛋白基因获得阳性株系。对T₀代植株的靶点区域序列进行PCR扩增和测序分析,鉴定GhNAC3编辑类型。结果发现,CRISPR9-GhNAC3表达载体成功转化YZ-1,并获得40株转基因再生植株,经Cas9蛋白基因鉴定得到30株阳性株系,从阳性植株选择10株进行编辑类型测序分析,发现7株在靶点区域发生编辑,编辑类型主要为碱基片段缺...     

基于CRISPR/Cas9系统的人成神经瘤SK-N-SH细胞CAPNS1基因的靶向敲除

利用CRISPR/Cas9技术靶向构建CAPNS1基因敲除人成神经瘤细胞SK-N-SH细胞系。在NCBI数据库查找人CAPNS1基因,获得该基因CDS区,根据CRISPR/Cas9敲除靶位点设计原则即g RNA设计原则,设计3条sg RNAs,以p GK1.1为载体,构建人CAPNS1基因敲除载体,并运用共转染的方法转染到SK-N-SH细胞,构建CAPNS1基因敲除SK-N-SH细胞系。结果发现,菌落PCR筛选均能扩增出100 bp大小的片段,单克隆为阳性,DNA测序显示sg RNA序列正确插入质粒,序列比对结果正确;质粒转染SK-N-SH细胞后,制备单克隆,CruiserTMEnzyme酶切后疑似为阳性克隆,进一步的单克隆测序结果显示CAPNS1基因敲除SK-N-SH细胞系构建成功;此外,在CAPNS1-/-组,CAPNS1蛋白及calpain1和calpain2蛋白水平明显降低。以上结果表明CAPNS1基因敲除SK-N-SH细胞系构建成功。     

靶向AML突变的CRISPR/Cas9基因敲除文库构建

摘要 目的：构建靶向约200个AML基因突变的sgRNA基因敲除文库,为进一步探索诱发AML的信号通路网络奠定基础。方法：TCGA对200名AML病人进行了全基因组或全外显子组测序,鉴定出约2000个AML相关基因突变,从中选出了约200个突变两次或以上的基因作为靶向基因;接着,从Brie文库中挑选出相应基因的sgRNA序列,每个基因对应4条sgRNA;利用Gibson组装酶连接到慢病毒载体内,得到sgRNA文库;之后,采用pSSA荧光素酶基因报告系统鉴定文库sgRNA的切割活性;对文库进行高通量测序鉴定;用慢病毒包装文库,并测定病毒滴度。结果：1、构建了一个靶向约200个AML突变的sgRNA基因敲除文库;2、pSSA荧光素酶基因报告系统鉴定文库sgRNA具有切割活性;3、鉴定的7个单克隆质粒序列完全正确;4、高通量测序鉴定文库丰度和均一性符合要求;5、用慢病毒包装成病毒文库,测定病毒文库滴度为4.4×10⁷符合后续实验要求。结论：成功构建了靶向约200个基因突变的sgRNA敲除文库,可用于大规模地筛选诱发AML的基因突变,为探索AML发生、发展的分子机制以及药物靶点奠定基础。     

CRISPR/Cas9介导的LATS1/2敲除抑制卵巢癌细胞ES-2增殖

Hippo信号通路在哺乳动物肝脏发育、动态平衡、再生和疾病中发挥非常重要的作用。大肿瘤抑制基因1/2（large tumor suppressor 1/2, LATS1/2）激酶是Hippo信号通路的关键激酶,可以磷酸化YES相关蛋白（yes-associated protein,YAP）,从而调节YAP的核质定位和降解。本文采用CRISPR/Cas9方法构建慢病毒介导的Last1/2基因敲除的载体,通过包装、感染和嘌呤霉素筛选,获得LATS1/2部分敲除的人卵巢癌ES-2和H08910细胞,免疫印迹方法检测LATS1/2表达明显减少。细胞增殖实验检测LATS1/2缺失明显抑制ES-2和HO8910细胞增殖。软琼脂克隆形成实验表明,LATS1/2缺失抑制卵巢癌ES-2细胞的克隆形成能力。细胞划痕和Transwell实验证明,LATS1/2缺失明显抑制卵巢癌ES-2细胞迁移。流式细胞检测发现,LATS1/2敲除促进卵巢癌ES-2细胞凋亡并影响细胞周期。裸鼠成瘤实验表明,LATS1/2缺失明显抑制体内肿瘤组织增殖。分子机制研究表明, LATS1/2敲除促进卵巢癌ES-2细胞中胶原I型α1（collagen type I α1,ColIα1）基因表达量增加,在卵巢癌ES-2细胞中同时敲除LATS1/2和COL1A1,可以促进细胞克隆形成。综上结果,人卵巢癌ES-2细胞中LATS1/2缺失能促进COL1A1表达增加, 从而抑制细胞增殖、转移和克隆形成,并影响细胞周期和促进细胞凋亡。     

利用CRISPR/Cas9系统构建FGF21基因敲除小鼠模型

成纤维细胞生长因子(fibroblast growth factors, FGFs)是细胞间的多功能信号分子,调节生物体的多种生理功能。FGF21作为一种重要的调控因子,对毛囊发育及生长周期具有重要作用。为研究FGF21基因对毛囊发育及生长周期的影响及作用机制,本研究通过构建靶向敲除FGF21基因的载体,体外将Cas9 mRNA和gRNA显微注射到FVB小鼠受精卵中,在小鼠FGF21基因的第1外显子上造成移码突变,从而获得FGF21基因敲除(knock out, KO)小鼠。通过测序鉴定F₀代小鼠基因型,共获得3只FGF21等位基因敲除小鼠(Fgf21 ^-/-);qRT-PCR和Western blotting结果表明,在Fgf21 ^-/-小鼠中未检测到FGF21 mRNA表达和FGF21蛋白表达;经脱毛再生及皮肤组织H&E染色发现,与野生型(wild type, WT)小鼠相比,Fgf21 ^-/-小鼠体重降低、器官组织未出现异常变化、毛发生长速度减慢、毛囊的直径和毛发的密度均减小。本研究利用CRISPR/Cas9技术成功构建了Fgf21 ^-/-小鼠模型,为后续研究FGF21基因在毛囊发育及生长周期中的功能提供了更好的动物模型。     

利用CRISPR/Cas9n系统敲除人源SNF5基因

目的:建立敲除人源基因组中SNF5基因的CRISPR/Cas9n系统。方法:设计一对靶向人源SNF5基因第1个外显子的sg RNA,分别克隆至p X461、p X462表达载体后,转入人胚肾293T细胞,通过Western印迹检测细胞株中SNF5基因的敲除效果。结果:测序证明构建的靶向SNF5基因CRISPR/Cas9n重组质粒与设计吻合。Western印迹结果显示,重组质粒p X461-h SNF5sg RNA转染293T细胞后24 h,细胞内SNF5表达水平明显降低;重组质粒p X462-h SNF5sg RNA转染293T细胞后48 h,细胞内SNF5表达水平显著降低。结论:通过CRISPR/Cas9n系统获得了靶向SNF5基因的重组质粒,构建的重组质粒能有效敲除SNF5基因的表达。     

CRISPR/Cas9敲除CHD5基因促进前列腺癌细胞增殖

染色质域解旋酶DNA结合蛋白5(chromodomain helicase DNA binding protein 5, CHD5)是人类肿瘤中一个重要的抑癌基因,是肿瘤抑制网络的控制开关,但是它在前列腺癌发生发展中的作用却少有研究。本研究利用CRISPR/Cas9技术敲除前列腺癌细胞PC-3中CHD5基因,探索敲除CHD5基因对PC-3细胞增殖能力的影响。研究根据CRISPR/Cas9靶点设计规则设计了3组特异性sgRNA,连接到pLenti-U6-sgRNA-SFFV-Cas9-2A-Puro质粒构建表达载体。测序鉴定后将重组表达载体转染293T细胞包装慢病毒。包装慢病毒滴度分别为CHD5-sgRNA-1 7.84×10~9 TU/mL, CHD5-sgRNA-2 5.83×10~( 9) TU/mL, CHD5-sgRNA-3 5.23×10~9 TU/mL。用CHD5-sgRNA慢病毒感染PC-3细胞,嘌呤霉素筛选阳性细胞,Western印迹检测CHD5蛋白的表达水平,CCK-8、克隆形成实验以及细胞周期检测对PC-3细胞增值能力的影响。Western印迹结果显示,CHD5-sgRNA-1组CHD5蛋白质水平无明显变化,CHD5-sgRNA-2组和CHD5-sgRNA-3组CHD5蛋白质表达水平显著低于空白组和阴性对照组,成功获得稳定敲除CHD5基因的PC-3细胞系,其中感染CHD5-sgRNA-2的PC-3细胞中CHD5蛋白水平最低,用于后续研究。CCK-8结果显示,敲除CHD5促进PC-3细胞的增殖能力。空白组、阴性对照组以及CHD5-sgRNA-2组的克隆数分别为(32.50±1.50)、(35.33±2.02)和(50.83±4.25)。细胞周期分析结果显示,G_2/M期细胞分别为(7.56±0.59)%、(8.33±0.61)%和(27.21±1.04)%,差异均有统计学意义(P0.01)。Western印迹证实,CHD5敲除后,G_2/M期周期相关蛋白质细胞周期蛋白B1、cdc25C和cdc2的表达量增加,phospho-cdc25C、phospho-cdc2以及p21的表达水平下降(P0.05)。以上结果表明,CHD5敲除的PC-3细胞系构建成功, CHD5表达缺失通过上调细胞周期蛋白B1、去磷酸化cdc25C、cdc2以及下调p21表达促进前列腺癌PC-3细胞增殖。     

利用CRISPR/Cas9系统构建稳定敲除anxa6基因的Caco-2细胞株

【目的】利用CRISPR/Cas9系统构建稳定敲除anxa6基因的Caco-2细胞株,为研究大肠杆菌O157:H7效应蛋白Esp F与宿主膜联蛋白A6 (ANXA6)相互作用及其致病机制奠定基础。【方法】根据CRISPR/Cas9靶向原理设计并合成3个特异性识别anxa6基因的向导RNA (single guide RNA,sgRNA),基于Lenti CRISPRv2载体构建Lenti CRISPRv2-sg RNA重组质粒,转入293T细胞中,制备sgRNA-Cas9慢病毒,将慢病毒感染Caco-2细胞,经嘌呤霉素筛选阳性细胞,有限稀释法分离培养单克隆细胞,提取单克隆细胞基因组DNA,并对敲除位点附近的DNA片段进行PCR扩增,测序并进行脱靶效应评估;免疫印记法检测ANXA6蛋白表达情况,细胞计数试剂盒8 (cell counting kit 8,CCK8)试剂盒检测细胞增殖能力,免疫荧光法检测细胞紧密连接分布情况。【结果】Western blotting及序列测序表明anxa6基因敲除单克隆细胞构建成功;脱靶效应评估结果显示预测的10个脱靶位点均无脱靶现象;基因敲除对细胞增殖能力...     

运用改良的CRISPR/Cas9系统建立HtrA2敲除细胞株

能识别特定基因组DNA序列的核酸酶是基因编辑的重要工具。在单链RNA引导下,来源于一种产脓链球菌的成簇规律间隔短回文重复(clustered regularly interspaced short palindromic repeats,CRISPR)关联蛋白(CRISPR-associated protein 9,Cas9)能够发挥其核酸酶功能对基因组特定序列进行剪切。这种功能依赖于单链引导RNA(single-guide RNAs,sg RNAs或g RNAs)中20 nt的核心靶向序列。在该研究中,作者对已有的CRISPR/Cas9系统载体进行了优化,简化了g RNA表达载体的构建。运用优化后的CRISPR/Cas9系统,我们敲除了HEK293T细胞中HtrA2基因的第一个外显子。这一改进大幅度降低了CRISPR/Cas9技术的使用成本。     

CRISPR/Cas9系统敲除TET2基因对HepG2细胞增殖和凋亡的影响

为了进一步探讨TET2蛋白在肝癌的发生发展过程中发挥的生物学功能,本研究使用CRISPR在线设计工具(http://crispr.mit.edu/),针对TET2的外显子设计g RNA,构建靶向TET2基因的CRISPR/Cas9基因敲除质粒,转染HepG2细胞。T7E1酶切检测TET2基因的编辑效率,Western blotting检测TET2蛋白表达水平;MTT法、Annexin V-FITC细胞凋亡检测试剂盒分别检测HepG2细胞的增殖活性及凋亡水平的改变。T7EI酶切分析显示敲除效率为31.4%;TET2基因表达量的降低抑制了HepG2细胞的增殖,促进了细胞的凋亡。CRISPR/Cas9质粒系统能够在细胞水平对TET2基因进行编辑,靶向TET2基因的CRISPR/Cas9质粒系统降低了TET2的表达、抑制HepG2细胞的增殖、促进HepG2细胞的凋亡。本研究表明CRISPR/Cas9技术为研究TET2的功能和作用机制提供了有效工具,为研究TET2蛋白在肝癌的发生发展过程中发挥的生物学功能提供实验依据。