基因编辑技术

基因编辑是指通过核酸酶对靶基因进行定点改造,实现特定DNA的定点敲除、敲入以及突变等,最终下调或上调基因的表达,以使细胞获得新表型的一种新型技术。基因编辑技术已被广泛运用于基因结构与功能的研究和多种细胞的基因工程改造,为疾病模型的建立、动植物新品种的培育及基因治疗等的研究提供新的手段。基因编辑技术主要包括锌指核酸酶技术(ZFN)、转录激活子样效应因子技术(TALEN)和成簇的规律间隔的短回文重复序列/CRISPR相关蛋白 (CRISPR/Cas) 系统等。本文将对3种基因编辑技术的原理、运用及其最新进展进行综述,以期为相关技术及其运用的研究提供参考。     

基因组靶向敲入技术在模式动物中的发展与应用:以斑马鱼为例

基因组靶向敲入是指将特定的外源核酸序列转入细胞或个体基因组中的特定位点,以实现条件性基因敲除、单碱基或序列替换、细胞或基因标记等多种精确和(或)复杂的基因组靶向修饰。通过长同源臂介导的同源重组(HR)和微同源序列介导的同源修复两种途径可实现精确的靶向敲入,非同源末端连接(NHEJ)途径则可介导非精确的靶向敲入,或称靶向插入。一般而言,基于同源序列的精确敲入的效率低于NHEJ诱导的靶向插入。受益于以TALEN、CRISPR/Cas系统为代表的人工核酸内切酶介导的基因组编辑技术的飞速发展,基因组靶向敲入得以在多个物种中越来越广泛地应用,并极大地推动了基因功能与疾病模型研究。不过,在个体水平上,相比于简单的indel突变,基因组靶向敲入仍较难实现,效率仍然偏低。现介绍基因组靶向敲入的基本原理,并以斑马鱼为例,介绍基因组靶向敲入在模式动物中的应用与相关技术的发展历程,并着重强调实验设计与操作的要点,同时对基因组靶向敲入技术的发展进行了展望。     

CRISPR-Cas9基因编辑技术对细胞内源蛋白进行荧光标记的实验操作

CRISPR-Cas9是目前广泛应用的基因编辑技术,可对目的基因进行高效精准编辑,快速实现目的基因的敲除或敲入。Cas9蛋白在sgRNA引导下对靶序列进行剪切并造成DNA双链断裂,在与剪切位点两端同源的DNA模板序列存在时,可通过同源重组修复方式引入外源序列,实现荧光蛋白或其他标签在基因组上的精准敲入,进而实现对内源蛋白进行荧光标签的融合标记。通过基因编辑技术对内源目的蛋白进行标记,可避免由于过表达造成蛋白质定位、动力学或功能等的潜在影响,可显著提升细胞成像实验的稳定性和可重复性。本文重点介绍了利用CRISPR-Cas9基因编辑系统对目的蛋白进行荧光蛋白或自标记蛋白标签标记的方法与操作流程,为构建内源蛋白荧光标记的哺乳动物细胞系提供参考。     

CRISPR/Cas9技术存在的问题及其改进措施的研究进展

CRISPR/Cas9技术是一种RNA引导的基因组编辑技术,能对基因进行精确性敲除、敲入、替换等,从而实现探究基因功能、修复致病基因等目的。该技术凭借操作简便、价格低廉、可对基因位点进行编辑、可拓展性强等优势,在近几年迅速发展完善,已成为继锌指核酸酶技术和类转录激活因子效应物核酸酶技术之后的第三大基因组编辑技术。在简单介绍CRISPR/Cas9技术的作用机制后,主要针对该技术现阶段面临的精确修复比例低、PAM限制识别序列、脱靶现象、马赛克现象的问题以及相应的改进措施进行阐述,旨在让研究者客观的认识CRISPR/Cas9技术存在的不足之处,为合理使用或改进该技术提供系统的文献综述。     

利用CRISPR/Cas9技术对人多能干细胞进行高效基因组编辑

CRISPR/Cas9技术提供了一个全新的基因组编辑体系。本文利用CRISPR/Cas9平台,在人胚胎干细胞株中对选取的一段特定基因组区域进行了多种基因组编辑：通过在基因编码框中引入移码突变进行基因敲除;通过单链DNA提供外源模板经由同源重组定点敲入FLAG序列;通过同时靶向多个位点诱导基因组大片段删除。研究结果表明CRISPR/Cas9可以对多能干细胞进行高效基因编辑,获得的突变干细胞株有助于对基因和基因组区域的功能进行分析和干细胞疾病模型的建立。     

作科所在植物基因定点编辑技术研究上取得新进展

<正>植物遗传资源的创制又增添新的技术手段。中国农业科学院作物科学研究所玉米分子育种技术和应用创新团队在植物基因定点删除与替换基因编辑技术研究方面取得新进展,成功实现在植物基因组上对目标基因进行删除或替换,该研究成果于2016年4月2日在线发表在英国《自然(Nature)》杂志出版集团旗下的子刊《科学报告(scientific Repons)》杂志上。谢传晓研究员为论文的通讯作者。     

基于CRISPR/Cas9技术的基因敲入/敲除策略

成簇的规律间隔性短回文序列(CRISPR)基因编辑系统,因其设计简单操作方便和无种属限制,已成为一种广泛应用的基因组定点编辑工具,在复杂的基因组编辑,例如基因的人源化改造以及条件等位基因的构建中有所应用。在自然界中,CRISPR系统拥有多种类别。其中,CRISPR/Cas9系统是研究最深入、应用最成熟的一种。本文针对CRISPR/Cas9系统,分别从基因敲入/敲除片段的大小、同源臂长短、构型即递送方式等技术环节进行综述,阐述不同设计及操作条件下由CRISPR/Cas9系统介导的基因敲入/敲除的效率差异。     

基因编辑技术在斑马鱼中的应用及研究进展

基因编辑技术通过对特定DNA片段的插入、敲除、修饰或替换等,实现对生物体中目标基因的编辑。与早期基因工程技术将遗传物质随机插入宿主基因组中的方式不同的是,基因编辑技术能够定点需要插入的位置,从而实现对生物体基因组特定位点的准确修饰、人为地改造生物体的遗传信息,目前广泛应用于斑马鱼的基因组学、遗传发育和基因功能研究中。其方法包括诱变技术、Tol2转座子、Morpholino、ZFNs、TALEN和CRISPR/Cas系统等。本研究主要介绍了基因编辑技术的作用机理与发展概况。作为一种精准而高效的基因工程方法,基因编辑技术在近年来得到了飞速地发展。它既可以采用对特定基因的靶向突变来研究基因的功能,也可以通过将功能性基因插入并替代缺陷基因而用于某些遗传性疾病的基因治疗。可以肯定的是,基因编辑技术未来将在基础生物学、医学、生物技术等多个领域具有重要的研究价值和应用价值。     

主编导读

<正>本期主编导读主题:碱基编辑、脑细胞芯片、超高通量筛选、微量磷酸化蛋白质富集等技术方法,以及疫苗抗体、多肽药物、治疗用酶、生物材料、生物合成等领域的新进展。1技术方法以CRISPR/Cas9基因编辑系统为代表的基因组编辑技术可以显著提高基因敲除及定点修饰的效率。传统的CRISPR/Cas9技术通过在靶点处产生DNA双链断裂,诱发细胞内的同源重组和非同源末端连接修复途径,进而实现对基因组DNA的定点敲除、替换、插入等修饰。     

CRISPR/Cas9系统在疾病研究和治疗中的应用

基因组编辑技术(Genome editing technology)是一种通过人工手段在基因组水平对DNA序列进行改造的遗传操作技术,包括特定DNA片段的插入、敲除、替换和点突变.其中,依赖核酸酶的基因组编辑技术的基本原理是在基因组的特定位置产生双链DNA断裂(Double-stranded break,DSB)后通过...     

CRISPR/Cas9系统在植物基因组编辑中技术改进与创新的研究进展

CRISPR/Cas9基因组编辑技术是一项对基因组进行精准修饰的技术,可实现对靶标基因的碱基插入、缺失或DNA片段替换。随着人们对CRISPR/Cas9系统的了解逐渐加深,其在科研、农业和医疗等领域的应用也越来越广泛。该文简要介绍了CRISPR/Cas9基因组编辑技术的发展以及工作原理,总结了近几年对该技术进行优化与改进的研究进展,包括基因组编辑效率的提升、基因组编辑范围的扩展、单碱基精准编辑以及多基因同时编辑、基因组编辑安全性的提升以及基因片段替换与基因靶向转录调控,以期为深入开展这一领域的研究提供参考。     

CRISPR/Cas9系统在植物基因组编辑中技术改进与创新的研究进展

CRISPR/Cas9基因组编辑技术是一项对基因组进行精准修饰的技术, 可实现对靶标基因的碱基插入、缺失或DNA片段替换。随着人们对CRISPR/Cas9系统的了解逐渐加深, 其在科研、农业和医疗等领域的应用也越来越广泛。该文简要介绍了CRISPR/Cas9基因组编辑技术的发展以及工作原理, 总结了近几年对该技术进行优化与改进的研究进展, 包括基因组编辑效率的提升、基因组编辑范围的扩展、单碱基精准编辑以及多基因同时编辑、基因组编辑安全性的提升以及基因片段替换与基因靶向转录调控, 以期为深入开展这一领域的研究提供参考。     

CRISPR/Cas基因编辑技术及其在作物育种中的应用

CRISPR/Cas基因编辑技术在植物基因功能研究和作物遗传改良方面具有重要应用价值,其主要依赖gRNA引导核酸内切酶在目标基因组位置产生双链断裂（DSBs）,DSBs在通过非同源末端连接（NHEJ）或同源重组（HDR）方式进行修复时,会引起靶标位置核苷酸序列的缺失、插入或者替换,从而实现基因编辑。介绍了CRISPR/Cas基因编辑技术的作用机理及发展趋势,并对CRISPR/Cas技术在主要粮食及经济作物育种中的应用进展进行了总结,以期为农作物育种提供有益的参考。     

Genome editing with CompoZr custom zinc finger nucleases (ZFNs)

Genome editing is a powerful technique that can be used to elucidate gene function and the genetic basis of disease. Traditional gene editing methods such as chemical-based mutagenesis or random integration of DNA sequences confer indiscriminate genetic changes in an overall inefficient manner and require incorporation of undesirable synthetic sequences or use of aberrant culture conditions, potentially confusing biological study. By contrast, transient ZFN expression in a cell can facilitate precise, heritable gene editing in a highly efficient manner without the need for administration of chemicals or integration of synthetic transgenes. Zinc finger nucleases (ZFNs) are enzymes which bind and cut distinct sequences of double-stranded DNA (dsDNA). A functional CompoZr ZFN unit consists of two individual monomeric proteins that bind a DNA "half-site" of approximately 15-18 nucleotides (see Figure 1). When two ZFN monomers "home" to their adjacent target sites the DNA-cleavage domains dimerize and create a double-strand break (DSB) in the DNA. Introduction of ZFN-mediated DSBs in the genome lays a foundation for highly efficient genome editing. Imperfect repair of DSBs in a cell via the non-homologous end-joining (NHEJ) DNA repair pathway can result in small insertions and deletions (indels). Creation of indels within the gene coding sequence of a cell can result in frameshift and subsequent functional knockout of a gene locus at high efficiency. While this protocol describes the use of ZFNs to create a gene knockout, integration of transgenes may also be conducted via homology-directed repair at the ZFN cut site. The CompoZr Custom ZFN Service represents a systematic, comprehensive, and well-characterized approach to targeted gene editing for the scientific community with ZFN technology. Sigma scientists work closely with investigators to 1) perform due diligence analysis including analysis of relevant gene structure, biology, and model system pursuant to the project goals, 2) apply this knowledge to develop a sound targeting strategy, 3) then design, build, and functionally validate ZFNs for activity in a relevant cell line. The investigator receives positive control genomic DNA and primers, and ready-to-use ZFN reagents supplied in both plasmid DNA and in-vitro transcribed mRNA format. These reagents may then be delivered for transient expression in the investigator's cell line or cell type of choice. Samples are then tested for gene editing at the locus of interest by standard molecular biology techniques including PCR amplification, enzymatic digest, and electrophoresis. After positive signal for gene editing is detected in the initial population, cells are single-cell cloned and genotyped for identification of mutant clones/alleles.     

少孢节丛孢中CRISPR/Cas9基因编辑系统的建立及6-甲基水杨酸合酶新活性位点的发现

以捕食线虫真菌少孢节丛孢Arthrobotrys oligospora YMF 1.03170为研究材料,通过优化sgRNA 表达驱动体系 tRNA^Gly,构建CRISPR/Cas9基因编辑系统,成功获得基因定点编辑菌株。将该CRISPR/Cas9系统与同源重组相结合,可精确地对两个目的氨基酸编码基因同时进行定点置换。结合代谢图谱及前体化合物饲喂实验,发现6-甲基水杨酸合酶编码蛋白新的活性位点Arg17、Arg18、His33和His34。本研究将CRISPR/Cas9基因编辑系统应用在少孢节丛孢中,并成功建立基因编辑精细体系,为快速构建少孢节丛孢的遗传转化体系和研究该菌的基因功能提供有效方法。     

银杏叶绿体ndhF RNA编辑现象分析及C290位编辑对胁迫处理的响应

RNA编辑是一种转录后修饰加工过程,通过碱基的插入、缺失或替换可改变氨基酸的种类,增加蛋白质的疏水性和同源蛋白在不同物种间的保守性。该文通过DNA与cDNA序列的比对,分析了裸子植物银杏（Ginkgobiloba）叶绿体功能基因ndhF的编辑现象,该基因共含有21个编辑位点,且这21个位点均为部分编辑。生物信息学分析及与其它物种比对结果表明,ndhFC290位编辑可能会影响该蛋白的正确折叠。进一步使用单克隆酶切方法测定了不同胁迫处理对ndhFC290位编辑效率的影响,结果表明该位点的编辑效率对温度和黑暗敏感。