利用CRISPR/Cas9鉴定玉米发育相关基因ZmCen*

目的: 利用CRISPR/Cas9(clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated protein 9) 系统构建玉米中心蛋白(Centrin)的表达载体,经转化后分析其对玉米生长发育的影响。方法: 针对ZmCen基因的第一个外显子设计sgRNA,将其连入pOMS01-Cas9-ZmCen-sgRNA表达载体,转化农杆菌GV3101后,侵染玉米自交系材料B104的愈伤组织,经继代、诱导、分化成苗,筛选出转基因后代。对T₀代和T₁代基因组DNA进行PCR验证、测序及表型分析。结果: 成功构建ZmCen的表达载体。侵染农杆菌后,PCR测序显示,T₀ 代和T₁ 代突变率分别为 20.13% 和 64.52%,其中T₁ 代的纯合缺失突变率为5%。序列分析表明,ZmCen基因的编辑靶点附近发生了碱基的替换、插入或缺失。经与野生型表型比对发现,ZmCen 突变体T₁代植株出现发育缓慢且雄花序不完全发育表型,纯合突变体植株雄花序则完全不发育。结论: 通过 CRISPR/Cas9技术成功地对玉米ZmCen基因进行了编辑,ZmCen突变体的获得为玉米雄性器官发育相关基因的研究奠定了基础。     

利用CRISPR/Cas9鉴定玉米发育相关基因ZmCen*

目的: 利用CRISPR/Cas9(clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated protein 9) 系统构建玉米中心蛋白(Centrin)的表达载体,经转化后分析其对玉米生长发育的影响。方法: 针对ZmCen基因的第一个外显子设计sgRNA,将其连入pOMS01-Cas9-ZmCen-sgRNA表达载体,转化农杆菌GV3101后,侵染玉米自交系材料B104的愈伤组织,经继代、诱导、分化成苗,筛选出转基因后代。对T₀代和T₁代基因组DNA进行PCR验证、测序及表型分析。结果: 成功构建ZmCen的表达载体。侵染农杆菌后,PCR测序显示,T₀ 代和T₁ 代突变率分别为 20.13% 和 64.52%,其中T₁ 代的纯合缺失突变率为5%。序列分析表明,ZmCen基因的编辑靶点附近发生了碱基的替换、插入或缺失。经与野生型表型比对发现,ZmCen 突变体T₁代植株出现发育缓慢且雄花序不完全发育表型,纯合突变体植株雄花序则完全不发育。结论: 通过 CRISPR/Cas9技术成功地对玉米ZmCen基因进行了编辑,ZmCen突变体的获得为玉米雄性器官发育相关基因的研究奠定了基础。     

CRISPR/Cas9系统介导的棉花GhNAC3基因编辑

为创制棉花耐旱种质资源，解决棉花耐旱资源贫乏以及提高水资源利用率，研究依据CRISPR/Cas9编辑原理，对课题组前期利用RT-PCR技术筛选耐旱相关基因GhNAC3(Gh＿D02G0790)的第一外显子区域设计2个20 bp的编辑靶点，并在陆地棉基因组数据库中比对分析靶点序列，排除非特异性编辑，将2个靶点核苷酸片段分别与gRNA-AtU6载体连接，通过2次PCR扩增，得到含特异性连接接头的AtU6-GhNAC3表达盒，再将表达盒连接到CRISPR/Cas9(pRGEB32-7)载体上，获得CRISPR-GhNAC3重组表达载体，利用农杆菌介导法转化陆地棉受体YZ-1,再生培养得到T₀代转基因幼苗，通过PCR检测Cas9蛋白基因获得阳性株系。对T₀代植株的靶点区域序列进行PCR扩增和测序分析，鉴定GhNAC3编辑类型。结果发现，CRISPR9-GhNAC3表达载体成功转化YZ-1,并获得40株转基因再生植株，经Cas9蛋白基因鉴定得到30株阳性株系，从阳性植株选择10株进行编辑类型测序分析，发现7株在靶点区域发生编辑，编辑类型主要为碱基片段缺...     

基于CRISPR/Cas9基因编辑技术的EGFP基因定点整合表达

目的:利用CRISPR/Cas9基因编辑技术,实现EGFP基因在CHO细胞ACTB基因座位置定点整合和表达,建立基于CRISPR/Cas9技术的外源基因定点整合和表达技术。方法:根据CHO细胞β-actin(ACTB)基因起始密码子区基因序列,设计相应CRISPR/Cas9系统,同时构建含有ACTB同源臂和EGFP基因的同源供体载体(donor vector),通过脂质体转染法同时转染CRISPR/Cas9和供体载体,流式分选EGFP阳性细胞,分析基因编辑技术在EGFP基因定点整合和表达方面的可行性。结果:构建了能有效切割CHO细胞ACTB基因的CRISPR/Cas9系统,筛选到EGFP定点整合至ACTB基因座并有效表达的细胞,ACTB基因缺失后由于γ-actin代偿性表达增强,ACTB缺失细胞形态和生长未受影响。结论:单纯依靠基因编辑技术可以实现1 kb以内的基因同源置换,但效率较低,如实现更大片段的外源基因置换,需借助其它实验技术。     

利用CRISPR/Cas9和piggyBac实现果蝇基因组无缝编辑

CRISPR/Cas9 (clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/CRISPR-associated protein9)是第三代基因组编辑技术。在sgRNA引导下,Cas9核酸内切酶作用于特定基因组序列,产生DNA双链断裂(double-strandedbreaks,DSBs),利用同源定向修复(homology-directedrepair,HDR)可实现对靶基因的特异性基因敲除(knock-out)或敲入(knock-in)。传统的技术方案将CRISPR/Cas9技术与Cre/loxP或FLP/FRT系统联用,可实现高效的基因打靶,也易于移除打靶过程中引入的筛选标记。然而,筛选标记移除过程中会在基因组中残留34个碱基的标签序列。因此,对基因组进行精确编辑的同时不引入无关序列仍有一定难度。在人工诱导多能干细胞(induced pluripotent stem cells, iPSCs)的基因组编辑中,CRISPR/Cas9技术和piggyBac转座酶联用的两步法策略能够实现这一目标:首先运用CRISPR/Cas9技术,利用同源定向修复原理引入基因突变及筛选标记,然后利用piggyBac转座酶将筛选标记精确移除。借鉴该方法的技术原理,本研究对果蝇(Drosophila melanogaster)CG4894基因进行了无缝编辑(seamless genome editing),成功将该基因第18外显子上第21位的酪氨酸(tyrosine,Y)突变为半胱氨酸(cysteine,C),且测序结果显示基因组中除设计位点之外并无其他外源序列残留。CRISPR/Cas9技术和piggyBac转座酶联用策略为果蝇基因组的精确编辑提供了更多选择。     

新一代精准基因编辑工具CRISPR/Cas9的技术优势与应用局限

CRISPR/Cas9(Clustered regularly interspaced short palindromic repeats/Cas9)是继锌指核酸酶(ZFNs)和类转录激活因子效应物核酸酶(TALENs)基因编辑技术之后的第三代基因编辑技术。CRISPR/Cas9在细菌和古生菌中广泛存在,是细菌在长期进化过程中形成的一种"适应性免疫防御",能够针对噬菌体感染、质粒接合和转化所造成的外源导入基因特异性识别、降解入侵的外源DNA,CRISPR/Cas9通过一段20 bp的短RNA来识别打靶位点的精准编辑技术。CRISPR/Cas9具有设计操作简便、编辑高效和通用性广等优点,是新一代具有革命意义的精准基因编辑技术。从CRISPR/Cas9的发现、作用机理、基因编辑以及应用局限等方面进行归纳总结,旨为理解其工作原理和精准基因编辑技术应用提供参考。     

一种带有可视化筛选标记的桉树基因编辑载体构建及验证研究

桉树作为世界三大速生树种之一,在经济、生态、药用等方面有着较高的价值。由于桉树遗传杂合性高,许多主要的经济性状由多基因共同调控,常规基因编辑手段无法满足对桉树目标基因编辑与转化后高效筛选的要求。通过mCherry荧光蛋白作为筛选标记可极大地减少转化后的鉴定工作量。本研究以尾巨桉为材料,构建含有35S启动子启动mCherry标记基因的CRISPR/Cas9载体,对桉树基因组进行高效的可视化编辑。利用mCherry荧光蛋白作为筛选标记,筛选阳性转化后代,并提取含荧光标记的不定芽基因组进行PCR鉴定分析。结果表明,成功构建了编辑载体PHEE401-35S-mCherry,转化尾巨桉愈伤后,在580 nm的光源下有明显的红色荧光,且经PCR鉴定可扩增得到与35S-mCherry条带大小一致的目的片段。本研究为开展桉树基因编辑提供了一种可视化筛选技术方法。     

CRISPR/Cas9技术及其在转基因动物中的应用

CRISPR/Cas9技术是一种新型的基因组定点编辑技术,具有设计简单、特异性强、效率高及可以在目标位点产生多种类型的编辑结果等特点,适用于在多种细胞中进行大规模的基因编辑。综述了CRISPR/Cas9技术的研究背景、基本原理和研究进展,从靶基因敲除(knock-out)、外源基因整合(knock-in)和目标基因转录沉默(knock-down)等方面总结了CRISPR/Cas9在转基因动物中的应用概况,并对现有的三种基因组定点编辑技术进行了比较。CRISPR/Cas9技术在转基因动物中具有明显的应用优势和良好前景。     

利用CRISPR/Cas9技术创制高油酸甘蓝型油菜新种质

在低硫苷低芥酸的双低甘蓝型油菜基础上,培育稳定的高油酸油菜是当前重要的育种目标之一,本研究通过利用CRISPR/Cas9基因编辑对湖南农业大学选育的品种湘油15号(XY15)进行品种改良。BnaFAD2和BnaFAE1是油酸合成不饱和脂肪酸和超长链脂肪酸的两个关键基因。利用CRISPR/Cas9基因编辑系统与高效油菜转化技术相结合,对甘蓝型油菜XY15的BnaFAD2.A05、BnaFAD2.C05、BnaFAE1.A08和BnaFAE1.C03同时进行基因编辑,获得了7株T0代转基因植株,通过靶基因克隆测序,发现均未发生基因编辑。然而,在T1代植株中发现并检测到了基因编辑的发生,BnaFAD2.A05、BnaFAD2.C05、BnaFAE1.A08和BnaFAE1.C03的总基因编辑效率分别为38.89%、27.78%、22.22%、30.56%。在T2代植株中,筛选到了5株4个靶基因均发生了突变,且无外源基因的突变体材料Cas9-1-12-4、Cas9-1-12-5、Cas9-2-7-11、Cas9-5-5-3、Cas9-6-6-1,它们的相对油酸含量为68.69%、80.16%、75.82%、75.97%、74.37%,相比于野生型XY15(相对油酸含量为62.04%)均有显著提高。     

基于CRISPR/Cas9系统的拟南芥双链结合蛋白AtHyl1基因编辑

RNA沉默是植物重要的抗病毒防御机制,双链RNA结合蛋白(dsRNA-binding proteins, DRB)是RNA沉默信号途径中的关键蛋白。DRB1/HYL1是拟南芥基因组编码的7个DRBs之一,本研究将人工合成含2个AtHyl1靶位点序列的串联t RNA-gRNA片段导入CRISPR/Cas9表达载体中,构建双靶点的CRISPR/Cas9表达载体,通过转化拟南芥dcl2drb4双突变体获得36株转基因阳性植株。对经测序分析可能已发生基因编辑的3株进行单克隆测序分析,测序结果表明均已发生编辑,获得了AtHyl1基因被编辑的拟南芥dcl2drb4突变体T_1代转基因植物。该结果为研究AtHyl1是否参与DCL4介导的抗病毒RNA沉默通路提供了帮助。     

利用CRISPR/Cas9技术建立敲除JAK2基因K562细胞系

目的:利用CRISPR/Cas9技术对K562细胞系JAK2基因进行编辑,构建JAK2基因敲除的K562细胞系。方法:使用CRISPR在线设计工具,针对JAK2基因设计sgRNA,构建Cas9-sgRNA共表达质粒。使用第二代慢病毒包装系统包装慢病毒并感染K562细胞,提取细胞基因组DNA,Sanger测序和TA克隆检测基因编辑活性。无限稀释法将编辑阳性的细胞接种于96孔板并扩培得到单克隆细胞株,提取基因组DNA,Sanger测序和TA克隆分析敲除JAK2单克隆细胞的基因型。结果:成功构建靶向敲除JAK2基因的lentiCRISPRv2-sgRNA3-1质粒。优化方案得到低细胞毒性高转染效率的感染K562细胞慢病毒量。CRISPR/Cas9系统成功在JAK2基因sgRNA3-1识别位点发挥基因组编辑活性,获得纯合敲除JAK2基因细胞株K562-JAK2~(-/-)(两个等位分别发生移码突变,预期编码没有功能的JAK2蛋白)。结论:CRIAPR/Cas9系统通过慢病毒感染方式获得JAK2基因纯合敲除的K562细胞株,该细胞模型可用于研究在慢性髓系白血病中JAK2基因的作用,为构建K562敲除其他基因细胞系提供实验依据,为探究造血分化机制的研究奠定实验基础。     

The ScCas9++ variant expands the CRISPR toolbox for genome editing in plants

The development of clustered regularly interspaced palindromic repeats (CRISPR)-associated protein (Cas) variants with a broader recognition scope is critical for further improvement of CRISPR/Cas systems. The original Cas9 protein from Streptococcus canis (ScCas9) can recognize simple NNG-protospacer adjacent motif (PAM) targets, and therefore possesses a broader range relative to current CRISPR/Cas systems, but its editing efficiency is low in plants. Evolved ScCas9⁺ and ScCas9⁺⁺ variants have been shown to possess higher editing efficiencies in human cells, but their activities in plants are currently unknown. Here, we utilized codon-optimized ScCas9, ScCas9⁺ and ScCas9⁺⁺ and a nickase variant ScCas9n⁺⁺ to systematically investigate genome cleavage activity and cytidine base editing efficiency in rice (Oryza sativa L.). This analysis revealed that ScCas9⁺⁺ has higher editing efficiency than ScCas9 and ScCas9⁺ in rice. Furthermore, we fused the evolved cytidine deaminase PmCDA1 with ScCas9n⁺⁺ to generate a new evoBE4max-type cytidine base editor, termed PevoCDA1-ScCas9n⁺⁺. This base editor achieved stable and efficient multiplex-site base editing at NNG-PAM sites with wider editing windows (C₋₁–C₁₇) and without target sequence context preference. Multiplex-site base editing of the rice genes OsWx (three targets) and OsEui1 (two targets) achieved simultaneous editing and produced new rice germplasm. Taken together, these results demonstrate that ScCas9⁺⁺ represents a crucial new tool for improving plant editing.     

Simultaneous gene editing of three homoeoalleles in self-incompatible allohexaploid grasses

Clustered regularly interspaced palindromic repeats (CRISPR)/CRISPR-associated protein 9 (Cas9) system has been widely used for precise gene editing in plants. However, simultaneous gene editing of multiple homoeoalleles remains challenging, especially in self-incompatible polyploid plants. Here, we simultaneously introduced targeted mutations in all three homoeoalleles of two genes in the self-incompatible allohexaploid tall fescue, using both CRISPR/Cas9 and LbCas12a (LbCpf1) systems. Loss-of-function mutants of FaPDS exhibited albino leaves, while knockout of FaHSP17.9 resulted in impaired heat resistance in T0 generation of tall fescue. Moreover, these mutations were inheritable. Our findings demonstrate the feasibility of generating loss-of-function mutants in T0 generation polyploid perennial grasses using CRISPR/Cas systems.     

Establishment of an efficient seed fluorescence reporter‐assisted CRISPR/Cas9 gene editing in maize

Genome editing by clustered regularly interspaced short palindromic sequences (CRISPR)/CRISPR‐associated protein 9 (Cas9) has revolutionized functional gene analysis and genetic improvement. While reporter‐assisted CRISPR/Cas systems can greatly facilitate the selection of genome‐edited plants produced via stable transformation, this approach has not been well established in seed crops. Here, we established the seed fluorescence reporter (SFR)‐assisted CRISPR/Cas9 systems in maize (Zea mays L.), using the red fluorescent DsRED protein expressed in the endosperm (En‐SFR/Cas9), embryos (Em‐SFR/Cas9), or both tissues (Em/En‐SFR/Cas9). All three SFRs showed distinct fluorescent patterns in the seed endosperm and embryo that allowed the selection of seeds carrying the transgene of having segregated the transgene out. We describe several case studies of the implementation of En‐SFR/Cas9, Em‐SFR/Cas9, and Em/En‐ SFR/Cas9 to identify plants not harboring the genome‐editing cassette but carrying the desired mutations at target genes in single genes or in small‐scale mutant libraries, and report on the successful generation of single‐target mutants and/or mutant libraries with En‐SFR/Cas9, Em‐SFR/Cas9, and Em/En‐SFR/Cas9. SFR‐assisted genome editing may have particular value for application scenarios with a low transformation frequency and may be extended to other important monocot seed crops.     

CRISPR/Cas9 gene editing and natural variation analysis demonstrate the potential for HvARE1 in improvement of nitrogen use efficiency in barley

Nitrogen is a major determinant of grain yield and quality. As excessive use of nitrogen fertilizer leads to environmental pollution and high production costs, improving nitrogen use efficiency (NUE) is fundamental for a sustainable agriculture. Here, we dissected the role of the barley abnormal cytokinin response1 repressor 1 (HvARE1) gene, a candidate for involvement in NUE previously identified in a genome-wide association study, through natural variation analysis and clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/CRISPR-associated protein 9 (Cas9)-mediated gene editing. HvARE1 was predominantly expressed in leaves and shoots, with very low expression in roots under low nitrogen conditions. Agrobacterium-mediated genetic transformation of immature embryos (cv. Golden Promise) with single guide RNAs targeting HvARE1 generated 22 T₀ plants, from which four T₁ lines harbored missense and/or frameshift mutations based on genotyping. Mutant are1 lines exhibited an increase in plant height, tiller number, grain protein content, and yield. Moreover, we observed a 1.5- to 2.8-fold increase in total chlorophyll content in the flag leaf at the grain filling stage. Delayed senescence by 10–14 d was also observed in mutant lines. Barley are1 mutants had high nitrogen content in shoots under low nitrogen conditions. These findings demonstrate the potential of ARE1 in NUE improvement in barley.     

PD-L1基因敲除小鼠构建及初步表型验证

目的 程序性死亡配体-1(PD-L1)是免疫调节途径的重要因子,是抗肿瘤免疫疗法中重要的靶标之一。利用CRISPR/Cas9技术成功构建PD-L1基因敲除小鼠模型,并初步分析其表型。方法 构建Cas9和sgRNA载体,并转录获得RNA,通过显微注射方式将RNA注射到C57BL/6小鼠受精卵中,经过鉴定获得F₀代阳性小鼠。F₀代小鼠与野生型C57BL/6小鼠交配获得F₁代杂合子小鼠,再通过F₁代小鼠自交获得F₂代纯合子小鼠品系。随后通过Real-Time PCR和流式实验分别检测PD-L1基因在mRNA和蛋白质水平上的表达情况。结果 Real-Time PCR和流式实验检测结果显示与野生型C57小鼠相比,PD-L1纯合子小鼠的PD-L1 mRNA相对表达水平和细胞上的蛋白质表达均有显著性下降,仅测定到本底的信号,证实已成功构建PD-L1基因敲除小鼠品系,为PD-L1体内基因功能研究提供了新的小鼠模型。     

应用RGS双荧光替代性报告载体提高CRISPR/Cas9对猪BMP15基因的打靶效率

我国是家猪养殖和消费大国,提高母猪的繁殖力对于促进我国生猪产业的发展具有重要的作用。排卵率和产仔数是影响家畜繁殖力的关键因素,其中BMP15 (bone morphogenetic protein 15)基因已被鉴定是控制绵羊排卵数和多胎性状的一个主效基因,然而目前在家猪BMP15基因中尚未发现类似绵羊多胎品系的天然突变。基于高等哺乳动物基因功能的保守性和CRISPR/Cas9(clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated protein 9)等基因组编辑技术对动物基因组定点修饰的高效性,应用CRISPR/Cas9技术对家猪BMP15基因进行精确的遗传修饰,使家猪获得类似多胎绵羊的天然突变,对于研究该基因对家猪繁殖力的影响以及培育高繁殖力家猪新品系具有重要的意义。本研究通过CRISPR/Cas9对长白猪胎儿成纤维(porcine embryonic fibroblasts, PEF)细胞中BMP15基因进行打靶,T7E1分析显示打靶效率仅有5%。随后通过共转染RGS双荧光替代性报告载体(RFP-GFP surrogate reporter),并应用流式细胞术分选出双荧光细胞,富集到基因组被CRISPR/Cas9修饰的细胞,使基因打靶效率提高至18%。本研究结果表明,应用RGS双荧光替代性报告载体可以有效提高CRISPR/Cas9在PEF细胞中对BMP15基因的打靶效率,为今后通过体细胞核移植技术培育BMP15基因编辑猪进行了有效的探索。     

快速构建CRISPR/Cas9基因组靶向编辑系统

CRISPR/Cas9核酸酶作为一种新的基因组靶向编辑技术,已成功应用于多种动植物基因组修饰研究. CRISPR/Cas9作用后的阳性细胞筛选和富集是该技术的关键之一. 本研究以鸡EAV-HP（endogenous avian retrovirus-HP）基因和MSTN（myostatin）基因为例,从靶位点的选择、表达载体构建、双基因报告载体构建和核酸酶活性验证4个方面,系统研究了CRISPR/Cas9核酸酶技术平台. 结果表明,利用寡聚核苷酸直接退火方法,构建表达载体和报告载体的阳性率分别高达100%和89.5%. 报告载体的PuroR（puromycin resistant gene）和eGFP（enhanced green fluorescent protein）基因的成功表达表明,构建的CRISPR/Cas9系统能有效切割靶序列,并用于后续阳性克隆的筛选和富集. 本方法摒弃了传统分子克隆的PCR扩增和酶切处理目标基因的方法,而是利用寡聚核苷酸直接退火获得含有黏性末端的目标DNA,简化了载体构建过程,低成本且快速获得CRISPR/Cas9基因组靶向编辑系统.